Abstract Identifying tumor suppressor genes is predicted to inform on the development of novel strategies for cancer therapy. To identify new tumor driving processes we have used a genome-wide CRISPR/Cas9 knockout screen in Eµ-Myc;Cas9 transgenic hematopoietic stem and progenitor cells in vivo . We uncovered that loss of either of the GATOR1 complex components - NPRL3, DEPDC5, NPRL2 - significantly accelerated c-MYC-driven lymphoma development in mice, indeed to an extent comparable to loss of p53. In human lymphomas mutations or low expression of the GATOR1 complex genes were mutually exclusive with defects in p53 and correlated with poor survival outcomes for patients with high MYC-expressing cancers. Lymphomas lacking GATOR1 were highly sensitive to mTOR inhibitors, both in vitro and in vivo . These findings identify inhibition of mTORC1 as a potent tumor suppressive mechanism in c-MYC-driven lymphomagenesis, and suggest a new avenue for therapeutic intervention in GATOR1-deficient lymphomas through mTOR inhibition. Statement of Significance Our in vivo CRISPR/Cas9 whole genome knockout screens identified the GATOR1 complex as a potent suppressor in c-MYC-driven lymphomagenesis. GATOR1 deficiency obviates the pressure to lose p53 during c-MYC driven lymphoma development and primes these malignant cells for heightened sensitivity to mTOR inhibition, suggesting a novel therapeutic approach.

Despite the success of therapies targeting oncogenes in cancer, clinical outcomes are limited by a residual disease that results in relapse. This residual disease is characterized by drug-induced adaptation, that in melanoma includes altered metabolism. Here, we examined how targeted therapy reprograms metabolism in BRAF-mutant melanoma cells using a genome-wide RNAi screen and global gene expression profiling. This systematic approach revealed post-transcriptional regulation of metabolism following BRAF inhibition, involving selective mRNA transport and translation. As proof of concept we demonstrate the RNA binding kinase UHMK1 interacts with mRNAs that encode metabolic proteins and selectively controls their transport and translation during adaptation to BRAF targeted therapy. Inactivation of UHMK1 improves metabolic response to BRAF targeted therapy and delays resistance to BRAF and MEK combination therapy in vivo . Our data support a model wherein post-transcriptional gene expression pathways regulate metabolic adaptation underpinning targeted therapy response and suggest inactivation of these pathways may delay disease relapse.

Abstract Cas12a is a gene-editing tool that simplifies multiplexed gene targeting through its RNase activity, enabling maturation of individual crRNAs from a pre-crRNA-encoding RNA. Here, we present a mouse model that constitutively expresses enhanced Acidaminococcus sp. Cas12a ( enAsCas12a ) linked to an mCherry fluorescent reporter. We demonstrate efficient single and multiplexed gene-editing in cells from enAsCas12a KI mice. To test in vivo activity, we transduced haematopoietic stem cells from E μ -Myc T/+ ;enAsCas12a KI/+ animals with Trp53 -targeting pre-crRNAs followed by transplantation into irradiated recipient animals. Tumour development was accelerated and TRP53 protein lost. We generated compact, genome-wide Cas12a knockout libraries targeting each gene with four guide RNAs encoded on two (Menuetto) or one (Scherzo) vector. Introducing these libraries into E μ -Myc T/+ ;enAsCas12a KI/+ lymphoma cells followed by treatment with an MCL-1 inhibitor (S63845) or TRP53-inducer (nutlin-3a) identified known and novel drug resistance genes. Finally, we demonstrate simultaneous gene knockouts ( Trp53 or combined Bax/Bak ) and activation ( Cd19 ) in primary T cells and mouse dermal fibroblasts from crosses of our enAsCas12a and CRISPR activation models ( dCas9a-SAM ). Our enAsCas12a mouse model and accompanying libraries enhance genome engineering capabilities and complements current CRISPR technologies.