Abstract Tasmanian devils have spawned two transmissible cancer lineages, named devil facial tumour 1 (DFT1) and devil facial tumour 2 (DFT2). We investigated the genetic diversity and evolution of these clones by analysing 78 DFT1 and 41 DFT2 genomes relative to a newly assembled chromosome-level reference. Time-resolved phylogenetic trees reveal that DFT1 first emerged in 1986 (1982-1989), and DFT2 in 2011 (2009-2012). Subclone analysis documents transmission of heterogeneous cell populations. DFT2 has faster mutation rates than DFT1 across all variant classes, including substitutions, indels, rearrangements, transposable element insertions and copy number alterations, and we identify a hypermutated DFT1 lineage with defective DNA mismatch repair. Several loci show plausible evidence of positive selection in DFT1 or DFT2, including loss of chromosome Y and inactivation of MGA , but none are common to both cancers. This study illuminates the parallel long-term evolution of two transmissible cancers inhabiting a common niche in Tasmanian devils.

Abstract Hematopoietic stem cells (HSCs) have been considered to progressively lose their self-renewal and differentiation potentials prior to the commitment to each blood lineage. However, recent studies have suggested that megakaryocyte progenitors are generated at the level of HSCs. In this study, we newly identified early megakaryocyte lineage-committed progenitors (MgPs) in CD201 - CD48 - cells and CD48 + cells separated from the CD150 + CD34 - Kit + Sca-1 + Lin - HSC population of the bone marrow in C57BL/6 mice. Single-cell transplantation and single-cell colony assay showed that MgPs, unlike platelet-biased HSCs, had little repopulating potential in vivo , but formed larger megakaryocyte colonies in vitro (on average eight megakaryocytes per colony) than did previously reported megakaryocyte progenitors (MkPs). Single-cell RNA-sequencing supported that these MgPs lie between HSCs and MkPs along the megakaryocyte differentiation pathway. Single-cell colony assay and single-cell RT-PCR analysis suggested the coexpression of CD41 and Pf4 is associated with megakaryocyte colony-forming activity. Single-cell colony assay of a small number of cells generated from single HSCs in culture suggested that MgPs are not direct progeny of HSCs. In this study, we propose a differentiation model in which HSCs give rise to MkPs through MgPs.

Tasmanian devils have spawned two transmissible cancer clones, known as devil facial tumour 1 (DFT1) and devil facial tumour 2 (DFT2). DFT1 and DFT2 are transmitted between animals by the transfer of allogeneic contagious cancer cells by biting, and both cause facial tumours. DFT1 and DFT2 tumours are grossly indistinguishable, but can be differentiated using histopathology, cytogenetics or genotyping of polymorphic markers. However, standard diagnostic methods require specialist skills and equipment and entail long processing times. Here, we describe Tasman-PCR: a simple PCR-based diagnostic assay that identifies and distinguishes DFT1 and DFT2 by amplification of DNA spanning tumour-specific interchromosomal translocations. We demonstrate the high sensitivity and specificity of this assay by testing DNA from 544 tumours and 818 normal devils. A temporal-spatial screen confirmed the reported geographic ranges of DFT1 and DFT2 and did not provide evidence of additional DFT clones. DFT2 affects disproportionately more males than females, and devils can be co-infected with DFT1 and DFT2. Overall, we present a PCR-based assay that delivers rapid, accurate and high-throughput diagnosis of DFT1 and DFT2. This tool provides an additional resource for devil disease management and may assist with ongoing conservation efforts.

Transposon Directed Insertion Sequencing (TraDIS) is a high-throughput method for mapping insertion sites in large libraries of transposon mutants. The Himar1 (mariner) transposon is ideal for generating near-saturating mutant libraries, especially in AT-rich chromosomes, as the requirement for integration is a TA dinucleotide. In this study, we generated two novel mariner vectors, pTsodCPC9 and pTlacPC9 (differing only in the promoter driving expression of the transposase gene), in order to facilitate TraDIS identification of conditionally essential genes in Actinobacillus pleuropneumoniae and other bacteria. Using the pTlacPC9 vector, we have generated, for the first time, saturating mariner mutant libraries in both A. pleuropneumoniae and Pasteurella multocida that showed a near random distribution of insertions around the respective chromosomes. A preliminary screen of 5000 mutants each identified 8 and 15 genes, respectively, that are required for growth under anaerobic conditions.