Despite the importance of type I interferon (IFN-I) in systemic lupus erythematosus (SLE) pathogenesis, the mechanisms of IFN-I production have not been fully elucidated. Recognition of nucleic acids by DNA sensors induces IFN-I and interferon-stimulated genes (ISGs), but the involvement of cyclic guanosine monophosphate (GMP)-AMP synthase (cGAS) and stimulator of interferon genes (STING) in SLE remains unclear. We studied the role of the cGAS-STING pathway in the IFN-I-producing cascade driven by SLE serum.We collected sera from patients with SLE (n=64), patients with other autoimmune diseases (n=31) and healthy controls (n=35), and assayed them using a cell-based reporter system that enables highly sensitive detection of IFN-I and ISG-inducing activity. We used Toll-like receptor-specific reporter cells and reporter cells harbouring knockouts of cGAS, STING and IFNAR2 to evaluate signalling pathway-dependent ISG induction.IFN-I bioactivity and ISG-inducing activities of serum were higher in patients with SLE than in patients with other autoimmune diseases or healthy controls. ISG-inducing activity of SLE sera was significantly reduced in STING-knockout reporter cells, and STING-dependent ISG-inducing activity correlated with disease activity. Double-stranded DNA levels were elevated in SLE. Apoptosis-derived membrane vesicles (AdMVs) from SLE sera had high ISG-inducing activity, which was diminished in cGAS-knockout or STING-knockout reporter cells.AdMVs in SLE serum induce IFN-I production through activation of the cGAS-STING pathway. Thus, blockade of the cGAS-STING axis represents a promising therapeutic target for SLE. Moreover, our cell-based reporter system may be useful for stratifying patients with SLE with high ISG-inducing activity.

Summary Ribosome biogenesis, a recursive process of pre-existing ribosomes self-replicating nascent ones, is pivotal in the self-replication of life. In Escherichia coli , three ribosomal RNAs (rRNAs) are transcribed, and 54 ribosomal proteins (r-proteins) are synthesized by pre-existing ribosomes as structural components 1, 2 . They are cotranscriptionally assembled in a cooperative hierarchy under the support of ∼100 accessory factors 1–3 . The reconstitution of ribosome biogenesis outside a living cell is an essential goal to understand the self-replication of life. However, this goal could not have been achieved so far due to its complexity. Here, we report the successful in vitro reconstitution of the entire ribosome biogenesis process. We hypothesized that mimicking in vivo ribosome biogenesis 1–6 could result in in vitro ribosome biogenesis. Specifically, we found that coactivating the transcription of an rRNA operon, as well as the transcription and translation of 54 r-protein genes encoding r-proteins, and the coordinated ribosomal assembly in a cytoplasm-mimicking reaction solution, resulted in highly efficient in vitro reconstitution of ribosome biogenesis. Our achievement represents a critical step toward revealing fundamental principles underlying the self-replication of life and creating self-replicating artificial cells 7 . We also succeeded in engineering rRNA and r-proteins by only adding mutant ribosomal genes in the reaction, enabling high-throughput and unconstrained creation of artificial ribosomes with altered or enhanced functionality 8–12 .

Abstract Ribosomes are the sophisticated machinery that is responsible for protein synthesis in a cell. Recently, quantitative mass spectrometry (qMS) based on data-dependent acquisition (DDA) have been widely used to understand the biogenesis and function of ribosomes. However, DDA-based qMS sometimes does not provide the reproducible and quantitatively reliable analysis that is needed for high-throughput hypothesis testing. To overcome this problem, we developed a highly sensitive, specific, and accurate method to quantify all ribosomal proteins (r-proteins) by combining selected reaction monitoring (SRM) and isotope labeling. We optimized the SRM methods using purified ribosomes and Escherichia coli lysates, and verified this approach as a high-throughput analytical tool by detecting 41 of the 54 r-proteins separately synthesized in E. coli S30 extracts. The SRM methods will enable us to utilize qMS as a high-throughput hypothesis testing tool in the research of E. coli ribosomes, and they have potential to accelerate the understanding of ribosome biogenesis, function, and the development of engineered ribosomes with additional functions.

Ribosome biogenesis is pivotal in the self-replication of life. In Escherichia coli, three ribosomal RNAs and 54 ribosomal proteins are synthesized and subjected to cooperative hierarchical assembly facilitated by numerous accessory factors. Realizing ribosome biogenesis in vitro is a critical milestone for understanding the self-replication of life and creating artificial cells. Despite its importance, this goal has not yet been achieved owing to its complexity. In this study, we report the successful realization of ribosome biogenesis in vitro. Specifically, we developed a highly specific and sensitive reporter assay for the detection of nascent ribosomes. The reporter assay allowed for combinatorial and iterative exploration of reaction conditions for ribosome biogenesis, leading to the simultaneous, autonomous synthesis of both small and large subunits of ribosomes in vitro through transcription, translation, processing, and assembly in a single reaction space. Our achievement represents a crucial advancement toward revealing the fundamental principles underlying the self-replication of life and creating artificial cells.