Resveratrol (3,5,4′-trihydroxystilbene) extends the lifespan of diverse species including Saccharomyces cerevisiae, Caenorhabditis elegans and Drosophila melanogaster. In these organisms, lifespan extension is dependent on Sir2, a conserved deacetylase proposed to underlie the beneficial effects of caloric restriction. Here we show that resveratrol shifts the physiology of middle-aged mice on a high-calorie diet towards that of mice on a standard diet and significantly increases their survival. Resveratrol produces changes associated with longer lifespan, including increased insulin sensitivity, reduced insulin-like growth factor-1 (IGF-I) levels, increased AMP-activated protein kinase (AMPK) and peroxisome proliferator-activated receptor-γ coactivator 1α (PGC-1α) activity, increased mitochondrial number, and improved motor function. Parametric analysis of gene set enrichment revealed that resveratrol opposed the effects of the high-calorie diet in 144 out of 153 significantly altered pathways. These data show that improving general health in mammals using small molecules is an attainable goal, and point to new approaches for treating obesity-related disorders and diseases of ageing. You can have your cake and eat it. Fat, healthy and tipsy. Fountain of youth. These headlines and more greeted online publication of the Article 'Resveratrol improves health and survival of mice on a high-calorie diet'. What the paper does show is that consumption of resveratrol at doses achievable in humans (but not from red wine — the hundreds of bottles a day needed would have side effects) can reproduce many of the physiological effects of a low-calorie diet in mice, improving health and survival. Read the small print in this issue.

A small molecule that safely mimics the ability of dietary restriction (DR) to delay age-related diseases in laboratory animals is greatly sought after. We and others have shown that resveratrol mimics effects of DR in lower organisms. In mice, we find that resveratrol induces gene expression patterns in multiple tissues that parallel those induced by DR and every-other-day feeding. Moreover, resveratrol-fed elderly mice show a marked reduction in signs of aging, including reduced albuminuria, decreased inflammation, and apoptosis in the vascular endothelium, increased aortic elasticity, greater motor coordination, reduced cataract formation, and preserved bone mineral density. However, mice fed a standard diet did not live longer when treated with resveratrol beginning at 12 months of age. Our findings indicate that resveratrol treatment has a range of beneficial effects in mice but does not increase the longevity of ad libitum-fed animals when started midlife.

The textbook description of mitochondrial respiratory complexes (RCs) views them as free-moving entities linked by the mobile carriers coenzyme Q (CoQ) and cytochrome c (cyt c). This model (known as the fluid model) is challenged by the proposal that all RCs except complex II can associate in supercomplexes (SCs). The proposed SCs are the respirasome (complexes I, III, and IV), complexes I and III, and complexes III and IV. The role of SCs is unclear, and their existence is debated. By genetic modulation of interactions between complexes I and III and III and IV, we show that these associations define dedicated CoQ and cyt c pools and that SC assembly is dynamic and organizes electron flux to optimize the use of available substrates.

Age-related accumulation of cellular damage and death has been linked to oxidative stress. Calorie restriction (CR) is the most robust, nongenetic intervention that increases lifespan and reduces the rate of aging in a variety of species. Mechanisms responsible for the antiaging effects of CR remain uncertain, but reduction of oxidative stress within mitochondria remains a major focus of research. CR is hypothesized to decrease mitochondrial electron flow and proton leaks to attenuate damage caused by reactive oxygen species. We have focused our research on a related, but different, antiaging mechanism of CR. Specifically, using both in vivo and in vitro analyses, we report that CR reduces oxidative stress at the same time that it stimulates the proliferation of mitochondria through a peroxisome proliferation-activated receptor coactivator 1α signaling pathway. Moreover, mitochondria under CR conditions show less oxygen consumption, reduce membrane potential, and generate less reactive oxygen species than controls, but remarkably they are able to maintain their critical ATP production. In effect, CR can induce a peroxisome proliferation-activated receptor coactivator 1α-dependent increase in mitochondria capable of efficient and balanced bioenergetics to reduce oxidative stress and attenuate age-dependent endogenous oxidative damage.

Summary

 Calorie restriction (CR) is the most robust non-genetic intervention to delay aging. However, there are a number of emerging experimental variables that alter CR responses. We investigated the role of sex, strain, and level of CR on health and survival in mice. CR did not always correlate with lifespan extension, although it consistently improved health across strains and sexes. Transcriptional and metabolomics changes driven by CR in liver indicated anaplerotic filling of the Krebs cycle together with fatty acid fueling of mitochondria. CR prevented age-associated decline in the liver proteostasis network while increasing mitochondrial number, preserving mitochondrial ultrastructure and function with age. Abrogation of mitochondrial function negated life-prolonging effects of CR in yeast and worms. Our data illustrate the complexity of CR in the context of aging, with a clear separation of outcomes related to health and survival, highlighting complexities of translation of CR into human interventions.

Steroid-resistant nephrotic syndrome (SRNS) is a frequent cause of end-stage renal failure. Identification of single-gene causes of SRNS has generated some insights into its pathogenesis; however, additional genes and disease mechanisms remain obscure, and SRNS continues to be treatment refractory. Here we have identified 6 different mutations in coenzyme Q10 biosynthesis monooxygenase 6 (COQ6) in 13 individuals from 7 families by homozygosity mapping. Each mutation was linked to early-onset SRNS with sensorineural deafness. The deleterious effects of these human COQ6 mutations were validated by their lack of complementation in coq6-deficient yeast. Furthermore, knockdown of Coq6 in podocyte cell lines and coq6 in zebrafish embryos caused apoptosis that was partially reversed by coenzyme Q10 treatment. In rats, COQ6 was located within cell processes and the Golgi apparatus of renal glomerular podocytes and in stria vascularis cells of the inner ear, consistent with an oto-renal disease phenotype. These data suggest that coenzyme Q10–related forms of SRNS and hearing loss can be molecularly identified and potentially treated.

Ubiquinone (coenzyme Q10 or CoQ10) is a lipid-soluble component of virtually all cell membranes, where it functions as a mobile electron and proton carrier. CoQ10 deficiency is inherited as an autosomal recessive trait and has been associated with three main clinical phenotypes: a predominantly myopathic form with central nervous system involvement, an infantile encephalomyopathy with renal dysfunction, and an ataxic form with cerebellar atrophy. In two siblings of consanguineous parents with the infantile form of CoQ10 deficiency, we identified a homozygous missense mutation in the COQ2 gene, which encodes para-hydroxybenzoate-polyprenyl transferase. The A→G transition at nucleotide 890 changes a highly conserved tyrosine to cysteine at amino acid 297 within a predicted transmembrane domain. Radioisotope assays confirmed a severe defect of CoQ10 biosynthesis in the fibroblasts of one patient. This mutation in COQ2 is the first molecular cause of primary CoQ10 deficiency. Ubiquinone (coenzyme Q10 or CoQ10) is a lipid-soluble component of virtually all cell membranes, where it functions as a mobile electron and proton carrier. CoQ10 deficiency is inherited as an autosomal recessive trait and has been associated with three main clinical phenotypes: a predominantly myopathic form with central nervous system involvement, an infantile encephalomyopathy with renal dysfunction, and an ataxic form with cerebellar atrophy. In two siblings of consanguineous parents with the infantile form of CoQ10 deficiency, we identified a homozygous missense mutation in the COQ2 gene, which encodes para-hydroxybenzoate-polyprenyl transferase. The A→G transition at nucleotide 890 changes a highly conserved tyrosine to cysteine at amino acid 297 within a predicted transmembrane domain. Radioisotope assays confirmed a severe defect of CoQ10 biosynthesis in the fibroblasts of one patient. This mutation in COQ2 is the first molecular cause of primary CoQ10 deficiency. In the mitochondrial respiratory chain, coenzyme Q10 (CoQ10) (MIM 607426) is vital for the transport of electrons from complex I (NADH-ubiquinone oxidoreductase) and complex II (succinate-ubiquinone oxidoreductase) to complex III (ubiquinol-cytochrome c reductase) (Turunen et al. Turunen et al., 2004Turunen M Olsson J Dallner G Metabolism and function of coenzyme Q.Biochim Biophys Acta. 2004; 1660: 171-199Crossref PubMed Scopus (727) Google Scholar). It is also an antioxidant (Kagan et al. Kagan et al., 1990Kagan V Serbinova E Packer L Antioxidant effects of ubiquinones in microsomes and mitochondria are mediated by tocopherol recycling.Biochem Biophys Res Commun. 1990; 169: 851-857Crossref PubMed Scopus (308) Google Scholar) and a membrane stabilizer (Turunen et al. Turunen et al., 2004Turunen M Olsson J Dallner G Metabolism and function of coenzyme Q.Biochim Biophys Acta. 2004; 1660: 171-199Crossref PubMed Scopus (727) Google Scholar), and its oxidized form serves as a cofactor for uncoupling proteins in brown adipose tissue (Echtay et al. Echtay et al., 2000Echtay KS Winkler E Klingenberg M Coenzyme Q is an obligatory cofactor for uncoupling protein function.Nature. 2000; 408: 609-613Crossref PubMed Scopus (278) Google Scholar). Increased levels of CoQ10 may protect cells from chemotherapy-induced oxidative stress (Brea-Calvo et al., Brea-Calvo et al., in pressBrea-Calvo G, Rodriguez-Hernandez A, Fernandez-Ayala DJM, Navas P, Sanchez-Alcazar JA. Chemotherapy induces an increase in coenzyme Q10 levels in cancer cell lines. Free Radic Biol Med (in press)Google Scholar). Deficiency of CoQ10 has been associated with three major clinical phenotypes. A predominantly myopathic form is characterized by recurrent myoglobinuria and CNS involvement with seizures, ataxia, or mental retardation (Ogasahara et al. Ogasahara et al., 1989Ogasahara S Engel AG Frens D Mack D Muscle coenzyme Q deficiency in familial mitochondrial encephalomyopathy.Proc Natl Acad Sci USA. 1989; 86: 2379-2382Crossref PubMed Scopus (316) Google Scholar; Sobreira et al. Sobreira et al., 1997Sobreira C Hirano M Shanske S Keller RK Haller RG Davidson E Santorelli FM Miranda AF Bonilla E Mojon DS Barreira AA King MP DiMauro S Mitochondrial encephalomyopathy with coenzyme Q10 deficiency.Neurology. 1997; 48: 1238-1243Crossref PubMed Scopus (179) Google Scholar; Boitier et al. Boitier et al., 1998Boitier E Degoul F Desguerre I Charpentier C François D Ponsot G Diry M Rustin P Marsac C A case of mitochondrial encephalomyopathy associated with a muscle coenzyme Q10 deficiency.J Neurol Sci. 1998; 156: 41-46Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (120) Google Scholar; Lalani et al. Lalani et al., 2005Lalani SR Vladutiu GD Plunkett K Lotze TE Adesina AM Scaglia F Isolated mitochondrial myopathy associated with muscle coenzyme Q10 deficiency.Arch Neurol. 2005; 62: 317-320Crossref PubMed Scopus (103) Google Scholar). A second variant, described in three families, manifests as an infantile encephalomyopathy with renal involvement (Rötig et al. Rötig et al., 2000Rötig A Appelkvist EL Geromel V Chretien D Kadhom N Edery P Lebideau M Dallner G Munnich A Ernster L Rustin P Quinone-responsive multiple respiratory-chain dysfunction due to widespread coenzyme Q10 deficiency.Lancet. 2000; 356: 391-395Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (303) Google Scholar; Rahman et al. Rahman et al., 2001Rahman S Hargreaves I Clayton P Heales S Neonatal presentation of coenzyme Q10 deficiency.J Pediatr. 2001; 139: 456-458Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (104) Google Scholar; Salviati et al. Salviati et al., 2005Salviati L Sacconi S Murer L Zaccello G Franceschini L Laverda AM Basso G Quinzii CM Angelini C Hirano M Naini A Navas P DiMauro S Montini G Infantile encephalomyopathy and nephropathy with CoQ10 deficiency: a CoQ10-responsive condition.Neurology. 2005; 65: 606-608Crossref PubMed Scopus (145) Google Scholar). The third variant is dominated clinically by ataxia and cerebellar atrophy, with varying involvement of other regions of the CNS, peripheral nerve, and muscle (Musumeci et al. Musumeci et al., 2001Musumeci O Naini A Slonim AE Skavin N Hadjigeorgiou GL Krawiecki N Weissman BM Tsao CY Mendell JR Shanske S De Vivo DC Hirano M DiMauro S Familial cerebellar ataxia with muscle coenzyme Q10 deficiency.Neurology. 2001; 56: 849-855Crossref PubMed Scopus (212) Google Scholar; Lamperti et al. Lamperti et al., 2003Lamperti C Naini A Hirano M De Vivo DC Bertini E Servidei S Valeriani M Lynch D Banwell B Berg M Dubrovsky T Chiriboga C Angelini C Pegoraro E DiMauro S Cerebellar ataxia and coenzyme Q10 deficiency.Neurology. 2003; 60: 1206-1208Crossref PubMed Scopus (162) Google Scholar). In three siblings with cerebellar ataxia and CoQ10 deficiency, we identified a homozygous stop codon mutation in the APTX gene (Quinzii et al. Quinzii et al., 2005Quinzii CM Kattah AG Naini A Akman HO Mootha VK DiMauro S Hirano M Coenzyme Q deficiency and cerebellar ataxia associated with an aprataxin mutation.Neurology. 2005; 64: 539-541Crossref PubMed Scopus (148) Google Scholar), which is known to cause ataxia and oculomotor apraxia 1 (AOA1) (Date et al. Date et al., 2001Date H Onodera O Tanaka H Iwabuchi K Uekawa K Igarashi S Koike R Hiroi T Yuasa T Awaya Y Sakai T Takahashi T Nagatomo H Sekijima Y Kawachi I Takiyama Y Nishizawa M Fukuhara N Saito K Sugano S Tsuji S Early-onset ataxia with ocular motor apraxia and hypoalbuminemia is caused by mutations in a new HIT superfamily gene.Nat Genet. 2001; 29: 184-188Crossref PubMed Scopus (317) Google Scholar; Moreira et al. Moreira et al., 2001Moreira MC Barbot C Tachi N Kozuka N Uchida E Gibson T Mendonca P Costa M Barros J Yanagisawa T Watanabe M Ikeda Y Aoki M Nagata T Coutinho P Sequeiros J Koenig M The gene mutated in ataxia-ocular apraxia 1 encodes the new HIT/Zn-finger protein aprataxin.Nat Genet. 2001; 29: 189-193Crossref PubMed Scopus (360) Google Scholar). This finding supports the hypothesis that the ataxic form is a genetically heterogeneous entity in which deficiency of CoQ10 can be secondary. Patients with all three forms of CoQ10 deficiency have shown clinical improvements after initiating oral CoQ10 supplementation. Thus, early diagnosis is of critical importance in the management of these patients. The molecular bases for the CoQ10 deficiency in most of these patients remain to be identified and presumably involve defects of CoQ10 biosynthesis (fig. 1). We reported a 33-mo-old boy with infantile encephalomyopathy, nephropathy, and deficiency of CoQ10 (Salviati et al. Salviati et al., 2005Salviati L Sacconi S Murer L Zaccello G Franceschini L Laverda AM Basso G Quinzii CM Angelini C Hirano M Naini A Navas P DiMauro S Montini G Infantile encephalomyopathy and nephropathy with CoQ10 deficiency: a CoQ10-responsive condition.Neurology. 2005; 65: 606-608Crossref PubMed Scopus (145) Google Scholar). The disease appeared to be an autosomal recessive trait because the patient's parents were first cousins and his 9-mo-old sister with nephropathy also had CoQ10 deficiency in fibroblasts. The proband presented with proteinuria at age 12 mo; a renal biopsy revealed focal and segmental glomerulosclerosis. Neurological evaluation showed hypotonia, mild psychomotor delay, and optic atrophy. His renal function worsened. At age 18 mo, he developed frequent vomiting, and peritoneal dialysis was initiated. He developed psychomotor regression (loss of the ability to walk or stand unassisted), tremor, and new-onset status epilepticus with focal electroencephalogram abnormalities predominantly in the left occipital region. Brain magnetic resonance imaging showed cerebellar atrophy, mild diffuse cerebral atrophy, and stroke-like lesions in the left cingulate cortex and subcortical area. Blood and cerebrospinal fluid lactate levels were normal. At age 22 months, he developed right hemiplegia, myoclonus, and swallowing difficulties. A muscle biopsy revealed myofibers with excessive succinate dehydrogenase staining but no ragged-red fibers or cytochrome c oxidase–deficient fibers. Measurement of respiratory chain enzymes in muscle extracts showed decreased activities of complexes I + III (0.38 μmol/min/g fresh tissue; control mean ± SD = 1.02 ± 0.38) and II + III (0.22 μmol/min/g; control mean ± SD = 0.70 ± 0.23), whereas other complexes had normal activities. CoQ10 concentration in skeletal muscle of the proband was 12 μg/g fresh tissue (mean ± SD of 185 controls = 32.1 ± 6.7). In fibroblasts, CoQ10 levels were more severely reduced in both patients (proband = 19 ng/mg protein; sister = 18 ng/mg; mean ± SD of 15 controls = 105 ± 14). Activities of complexes II and III in the fibroblasts of both patients were decreased (23% and 22%, respectively, of controls), but the defect was corrected after the addition of 50 μM decylubiquinone. After the initiation of CoQ10 supplementation, the neurological manifestations of the boy improved dramatically. We performed homozygosity mapping, using fluorescently labeled microsatellite markers (ABI Prism Linkage Mapping Set MD-10 [Applied Biosystems]) of chromosomal loci for the eight known human genes (COQ1–COQ8) encoding CoQ10 biosynthetic proteins. Three chromosomal loci revealed homozygosity in the affected individuals: chromosomes 14q24 (COQ6), 12q24 (COQ5), and 4q21 (COQ2). Primer sequences and PCR conditions for amplification of candidate genes are available from the author on request. Sequencing of the three candidate genes in the patients revealed only one nonsynonymous change: in COQ2, encoding para-hydroxybenzoate (PHB)–polyprenyl transferase (EC 2.5.1.39), we found a homozygous A→G transition at nucleotide 890, which is predicted to change amino acid 297 from tyrosine to cysteine in the third of six predicted transmembrane domains of the COQ2 protein (Forsgren et al. Forsgren et al., 2004Forsgren M Attersand A Lake S Grunler J Swiezewska E Dallner G Climent I Isolation and functional expression of human COQ2, a gene encoding a polyprenyl transferase involved in the synthesis of CoQ.Biochem J. 2004; 382: 519-526Crossref PubMed Scopus (86) Google Scholar) (fig. 2). The transition was heterozygous in both parents and absent in DNA from 100 healthy individuals tested by RFLP analysis using AflII restriction endonuclease digestion of PCR-amplified DNA fragments. We also sequenced COQ1, to exclude a defect in transprenyl transferase. We did not identify any mutations in COQ2 by sequencing genomic DNA in seven additional patients with CoQ10 deficiency in skeletal muscle (three with the predominantly myopathic form, two with severe ataxia, and two with infantile-onset encephalomyopathy). To confirm that the patients had a defect of CoQ10 biosynthesis, we performed biochemical assays to measure incorporation of each of two radiolabeled substrates (fig. 1). For the first assay, fibroblasts from the proband and a control were plated in six separate wells of 24×6.5–mm plates (40,000 cells/well) and were cultured using Dulbecco's modified Eagle medium (DMEM) with 20% fetal calf serum (Nishigaki et al. Nishigaki et al., 2003Nishigaki Y Martí R Copeland WC Hirano M Site-specific mtDNA point mutations due to thymidine phosphorylase deficiency.J Clin Invest. 2003; 111: 1913-1921Crossref PubMed Scopus (156) Google Scholar). After four days, the medium was replaced by fresh DMEM with 20% fetal calf serum and 0.1 μCi of 14 C-PHB (50 Ci/mol specific activity). After incubation for an additional 24 h, cells were washed twice with PBS and were detached from the bottom of the wells with the use of 0.5 ml of 1% SDS, followed by shaking for 10 min at room temperature (repeated once). The contents of each plate were combined (3 ml total), and 0.2 ml was saved for protein determination (Lowry et al. Lowry et al., 1951Lowry OH Rosebrough NJ Farr AL Randall RJ Protein measurement with the Folin phenol reagent.J Biol Chem. 1951; 193: 265-275Abstract Full Text PDF PubMed Google Scholar). The remaining pooled suspensions were subjected to hexane extraction. CoQ10 was extracted after the addition of 4 ml hexane-ethanol (5/2 v/v) and was vortexed for 2 min. After centrifugation at 2,500 rpm at room temperature for 5 min, the upper phase was carefully transferred into a 20-ml glass scintillation vial (performed twice for each sample). The combined extract was evaporated under a gentle stream of N2 gas, and the residue was dissolved in 0.15 ml of 1-propanol. An aliquot of 50 μl of the extract was directly injected into a high-performance liquid chromotography (HPLC) system with a C18 reversed-phase column and an electrochemical detector. The waste line of HPLC was connected to a fraction collector, which was programmed to collect 1.0 ml of fractions per minute. CoQ10 peak was identified by specific retention time determined after injection of a known amount of authentic CoQ10. The amount of radioactivity in the collected fraction was determined in a Packard scintillation counter. In the second COQ2 assay, enzymatic activity in fibroblast lysate was measured by a described method (Kalen et al. Kalen et al., 1990Kalen A Appelkvist EL Chojnacki T Dallner G Nonaprenyl-4-hydroxybenzoate transferase, an enzyme involved in ubiquinone biosynthesis, in the endoplasmic reticulum-Golgi system of rat liver.J Biol Chem. 1990; 265: 1158-1164Abstract Full Text PDF PubMed Google Scholar), with modifications. The incubation mixture contained 250 nCi of 3H-radiolabeled decaprenyl pyrophosphate (decaprenyl-PP) (20 Ci/mmol) solubilized in 25 μL of 1% Triton X-100, 50 mM potassium phosphate at pH 7.5, 10 mM MgCl2, 5 mM ATP, 20 μM 4-hydroxybenzoic acid, and fibroblast lysate (∼1 mg protein) in a total volume of 0.5 ml. After incubation at 37°C in a shaking water bath for 60 min, the reaction was stopped by the addition of 1 ml ethanol followed by 1 ml of 0.1-M SDS. Hexane extraction was performed as described above, and the residue was dissolved in 0.15 ml of 1-propanol. An aliquot of 50 μl was injected onto the HPLC. Fraction collection and radioactivity measurement were performed as described above. In the first assay, after incubating fibroblasts from a control and patient 1 with 14 C-PHB, the level of radiolabeled CoQ10 in the patient's fibroblasts was ∼22% of the control mean (patient = 338 decays per min/mg protein/h; control mean ± SD = 1,733 ± 747, n=5) (table 1). In the second assay, homogenates from patient 1 and control fibroblasts incubated with 3 H-radiolabeled decaprenyl-PP revealed that COQ2 activity in the patient was only 36% relative to the control mean (patient = 48 pmol/mg protein/h; control mean ± SD = 130 ± 18, n=5) (table 1). Unfortunately, the fibroblasts of the proband's sister did not replicate sufficiently to allow measurement of CoQ10 biosynthesis in her cells.Table 1Biochemical Assays to Measure COQ2 ActivityFibroblastsCoQ10 SynthesisaIn both assays, radiolabeled CoQ10 was isolated by HPLC and was quantitated in a scintillation counter. Controls are measured as means ± SDs (n=5). DPM = decays per minute.Percent of Control MeanAssay 1bCultured cells were incubated for 24 h with 0.1 μCi 14C-PHB (50 Ci/mol specific activity).: Patient 1388 DPM/mg protein/h22 Control1,733 ± 747 DPM/mg protein/h100Assay 2cFibroblast homogenates were incubated with 3H-radiolabeled decaprenyl-PP.: Patient 148 pmol/mg protein/h36 Control130 ± 18 pmol/mg protein/h100a In both assays, radiolabeled CoQ10 was isolated by HPLC and was quantitated in a scintillation counter. Controls are measured as means ± SDs (n=5). DPM = decays per minute.b Cultured cells were incubated for 24 h with 0.1 μCi 14C-PHB (50 Ci/mol specific activity).c Fibroblast homogenates were incubated with 3H-radiolabeled decaprenyl-PP. Open table in a new tab Cells synthesize CoQ10 de novo, starting with synthesis of the PHB ring and the polyisoprenyl tail, which anchors CoQ10 to membranes. The length of this tail varies among different organisms. In humans, the side chain is comprised of 10 isoprenyls producing CoQ10, whereas rats predominantly generate CoQ9. In yeast, mutations in any of the eight COQ genes block CoQ10 synthesis, and CoQ10-deficient cells cannot grow on nonfermentable carbon sources because of respiratory chain dysfunction, despite the accumulation of the intermediate demethoxy-CoQ10 (Gin et al. Gin et al., 2003Gin P Hsu AY Rothman SC Jonassen T Lee PT Tzagoloff A Clarke CF The Saccharomyces cerevisiae COQ6 gene encodes a mitochondrial flavin-dependent monooxygenase required for coenzyme Q biosynthesis.J Biol Chem. 2003; 278: 25308-25316Crossref PubMed Scopus (58) Google Scholar). These yeast strains are also more sensitive to oxidative stress. These results indicate that CoQ10 cannot be replaced by another molecule in the cell and suggest that human diseases due to primary CoQ10 deficiency may present as severe mitochondrial encephalomyopathies. Although deficiency of CoQ10 in skeletal muscle was originally described in 1989 and has been reported in at least 35 patients, the pathogenic mechanisms had been undefined (Ogasahara et al. Ogasahara et al., 1989Ogasahara S Engel AG Frens D Mack D Muscle coenzyme Q deficiency in familial mitochondrial encephalomyopathy.Proc Natl Acad Sci USA. 1989; 86: 2379-2382Crossref PubMed Scopus (316) Google Scholar; Sobreira et al. Sobreira et al., 1997Sobreira C Hirano M Shanske S Keller RK Haller RG Davidson E Santorelli FM Miranda AF Bonilla E Mojon DS Barreira AA King MP DiMauro S Mitochondrial encephalomyopathy with coenzyme Q10 deficiency.Neurology. 1997; 48: 1238-1243Crossref PubMed Scopus (179) Google Scholar; Boitier et al. Boitier et al., 1998Boitier E Degoul F Desguerre I Charpentier C François D Ponsot G Diry M Rustin P Marsac C A case of mitochondrial encephalomyopathy associated with a muscle coenzyme Q10 deficiency.J Neurol Sci. 1998; 156: 41-46Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (120) Google Scholar; Rötig et al. Rötig et al., 2000Rötig A Appelkvist EL Geromel V Chretien D Kadhom N Edery P Lebideau M Dallner G Munnich A Ernster L Rustin P Quinone-responsive multiple respiratory-chain dysfunction due to widespread coenzyme Q10 deficiency.Lancet. 2000; 356: 391-395Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (303) Google Scholar; Di Giovanni et al. Di Giovanni et al., 2001Di Giovanni S Mirabella M Spinazzola A Crociani P Silvestri G Broccolini A Tonali P Di Mauro S Servidei S Coenzyme Q10 reverses pathological phenotype and reduces apoptosis in familial CoQ10 deficiency.Neurology. 2001; 57: 515-518Crossref PubMed Scopus (145) Google Scholar; Musumeci et al. Musumeci et al., 2001Musumeci O Naini A Slonim AE Skavin N Hadjigeorgiou GL Krawiecki N Weissman BM Tsao CY Mendell JR Shanske S De Vivo DC Hirano M DiMauro S Familial cerebellar ataxia with muscle coenzyme Q10 deficiency.Neurology. 2001; 56: 849-855Crossref PubMed Scopus (212) Google Scholar; Rahman et al. Rahman et al., 2001Rahman S Hargreaves I Clayton P Heales S Neonatal presentation of coenzyme Q10 deficiency.J Pediatr. 2001; 139: 456-458Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (104) Google Scholar; Van Maldergem et al. Van Maldergem et al., 2002Van Maldergem L Trijbels F DiMauro S Sindelar PJ Musumeci O Janssen A Delberghe X Martin JJ Gillerot Y Coenzyme Q-responsive Leigh's encephalopathy in two sisters.Ann Neurol. 2002; 52: 750-754Crossref PubMed Scopus (125) Google Scholar; Lamperti et al. Lamperti et al., 2003Lamperti C Naini A Hirano M De Vivo DC Bertini E Servidei S Valeriani M Lynch D Banwell B Berg M Dubrovsky T Chiriboga C Angelini C Pegoraro E DiMauro S Cerebellar ataxia and coenzyme Q10 deficiency.Neurology. 2003; 60: 1206-1208Crossref PubMed Scopus (162) Google Scholar; Aure et al. Aure et al., 2004Aure K Benoist JF Ogier de Baulny H Romero NB Rigal O Lombes A Progression despite replacement of a myopathic form of coenzyme Q10 defect.Neurology. 2004; 63: 727-729Crossref PubMed Scopus (66) Google Scholar; Gironi et al. Gironi et al., 2004Gironi M Lamperti C Nemni R Moggio M Comi G Guerini FR Ferrante P Canal N Naini A Bresolin N DiMauro S Late-onset cerebellar ataxia with hypogonadism and muscle coenzyme Q10 deficiency.Neurology. 2004; 62: 818-820Crossref PubMed Scopus (65) Google Scholar; Lalani et al. Lalani et al., 2005Lalani SR Vladutiu GD Plunkett K Lotze TE Adesina AM Scaglia F Isolated mitochondrial myopathy associated with muscle coenzyme Q10 deficiency.Arch Neurol. 2005; 62: 317-320Crossref PubMed Scopus (103) Google Scholar). The wide variety of clinical presentations associated with CoQ10 deficiency has suggested genetic heterogeneity, probably related to the many steps involved in the CoQ10 biosynthesis. We have identified the first molecular cause of primary CoQ10 deficiency, a mutation in the gene encoding PHB-polyprenyl transferase (COQ2), the second enzyme in the biosynthetic pathway of CoQ10 (fig. 1). PHB-polyprenyl transferase mediates the conjugation of the benzoquinone ring with the decaprenyl side chain and, thus, plays a central role in the biosynthesis of CoQ10 (Forsgren et al. Forsgren et al., 2004Forsgren M Attersand A Lake S Grunler J Swiezewska E Dallner G Climent I Isolation and functional expression of human COQ2, a gene encoding a polyprenyl transferase involved in the synthesis of CoQ.Biochem J. 2004; 382: 519-526Crossref PubMed Scopus (86) Google Scholar). The G→A mutation at nucleotide 890 of COQ2 appears to exert a pathogenic effect by blocking ubiquinone synthesis. Evidence supporting pathogenicity includes: (1) the substitution of a well-conserved aromatic tyrosine amino acid by a polar uncharged cysteine in a predicted transmembrane domain of the protein, (2) absence of the mutation in 100 unrelated controls (200 alleles), and (3) the significantly decreased rate of CoQ10 synthesis, indicated by the reduced incorporation of radiolabeled PHB and decaprenyl-PP into CoQ10 in skin fibroblasts of the proband (23%–25% of control fibroblasts). The pathogenic effects of CoQ10 deficiency in humans are uncertain. Lack of CoQ10 in mitochondria will disrupt the flow of reducing equivalents to respiratory chain complex III from complexes I and II, which, in turn, will lead to decreased ATP synthesis by oxidative phosphorylation. Respiratory chain defects typically cause encephalomyopathies due to the high energy requirements of these organs (DiMauro and Schon DiMauro and Schon, 2003DiMauro S Schon EA Mitochondrial respiratory-chain diseases.N Engl J Med. 2003; 348: 2656-2668Crossref PubMed Scopus (1191) Google Scholar); it is, therefore, not surprising that CoQ10 deficiency should also affect brain and muscle. In addition, because CoQ10 functions as an antioxidant, CoQ10 deficiency may preferentially affect postmitotic cells, such as neurons and muscle, which are particularly vulnerable to oxidative damage because they cannot replace dysfunctional cells. Furthermore, to function as an antioxidant, CoQ10 must be in the reduced form, but only 20% of the molecule is reduced in the brain (Naini et al. Naini et al., 2003Naini A Lewis VJ Hirano M DiMauro S Primary coenzyme Q10 deficiency and the brain.Biofactors. 2003; 18: 145-152Crossref PubMed Scopus (47) Google Scholar). Brain vulnerability to oxidative stress has been demonstrated in neurodegenerative diseases, such as Friedreich ataxia (Puccio and Koenig Puccio and Koenig, 2002Puccio H Koenig M Friedreich ataxia: a paradigm for mitochondrial diseases.Curr Opin Genet Dev. 2002; 12: 272-277Crossref PubMed Scopus (94) Google Scholar) and ataxia associated with deficiency of vitamin E (Yokota et al. Yokota et al., 2001Yokota T Igarashi K Uchihara T Jishage K Tomita H Inaba A Li Y Arita M Suzuki H Mizusawa H Arai H Delayed-onset ataxia in mice lacking alpha-tocopherol transfer protein: model for neuronal degeneration caused by chronic oxidative stress.Proc Natl Acad Sci USA. 2001; 98: 15185-15190Crossref PubMed Scopus (207) Google Scholar), which, like CoQ10, is a lipid-soluble antioxidant in biological membranes. Finally, in Schizosaccharomyces pombe with defective PHB-polyprenyltransferase, there is also increased vulnerability to oxidative stress, which is demonstrated both by increased sensitivity to pro-oxidants like H2O2 and Cu2+ and by the ability of supplemental antioxidants (cysteine, glutathione, and α-tocopherol) to restore growth in glucose medium (Uchida et al. Uchida et al., 2000Uchida N Suzuki K Saiki R Kainou T Tanaka K Matsuda H Kawamukai M Phenotypes of fission yeast defective in ubiquinone production due to disruption of the gene for p-hydroxybenzoate polyprenyl diphosphate transferase.J Bacteriol. 2000; 182: 6933-6939Crossref PubMed Scopus (61) Google Scholar). Renal failure has been described in the infantile variant of CoQ10 deficiency and was present in our patients (Rötig et al. Rötig et al., 2000Rötig A Appelkvist EL Geromel V Chretien D Kadhom N Edery P Lebideau M Dallner G Munnich A Ernster L Rustin P Quinone-responsive multiple respiratory-chain dysfunction due to widespread coenzyme Q10 deficiency.Lancet. 2000; 356: 391-395Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (303) Google Scholar). The vulnerability of the kidney is more difficult to explain, but lipid peroxidation and altered mitochondrial function have been implicated in congenital nephrotic syndrome and glomerular proteinuria (Neale et al. Neale et al., 1994Neale TJ Ojha PP Exner M Poczewski H Ruger B Witztum JL Davis P Kerjaschki D Proteinuria in passive Heymann nephritis is associated with lipid peroxidation and formation of adducts on type IV collagen.J Clin Invest. 1994; 94: 1577-1584Crossref PubMed Scopus (127) Google Scholar; Holthofer et al. Holthofer et al., 1999Holthofer H Kretzler M Haltia A Solin ML Taanman JW Schagger H Kriz W Kerjaschki D Schlondorff D Altered gene expression and functions of mitochondria in human nephrotic syndrome.FASEB J. 1999; 13: 523-532PubMed Google Scholar). This is the first report of a molecular defect causing primary human CoQ10 deficiency and the initial description of defects in human PHB-polyprenyl transferase. Further studies are needed to understand the pathogenesis of this disease, and the detection of mutations in COQ2 in other patients will better define possible phenotypic variants in this condition. The availability of genetic testing will allow the initiation of early therapeutic intervention, even presymptomatically, in this otherwise life-threatening infantile encephalomyopathy responsive to CoQ10 supplementation. We appreciate the generous cooperation of the patients and their relatives. The thoughtful comments of Dr. Eric Schon and excellent technical support of Ms. Saba Tadesse are acknowledged. The authors are supported by National Institutes of Health grant P01NS11766 and by grants from the Muscular Dystrophy Association and the Marriott Mitochondrial Disorder Clinical Research Fund.

Increased production of reactive oxygen species (ROS) has long been considered a cause of aging. However, recent studies have implicated ROS as essential secondary messengers. Here we show that the site of ROS production significantly contributes to their apparent dual nature. We report that ROS increase with age as mitochondrial function deteriorates. However, we also demonstrate that increasing ROS production specifically through respiratory complex I reverse electron transport extends Drosophila lifespan. Reverse electron transport rescued pathogenesis induced by severe oxidative stress, highlighting the importance of the site of ROS production in signaling. Furthermore, preventing ubiquinone reduction, through knockdown of PINK1, shortens lifespan and accelerates aging; phenotypes that are rescued by increasing reverse electron transport. These results illustrate that the source of a ROS signal is vital in determining its effects on cellular physiology and establish that manipulation of ubiquinone redox state is a valid strategy to delay aging.

Cytochrome b5 reductases (CYB5R) are required for the elongation and desaturation of fatty acids, cholesterol synthesis and mono-oxygenation of cytochrome P450 enzymes, all of which are associated with protection against metabolic disorders. However, the physiological role of CYB5R in the context of metabolism, healthspan and aging remains ill-defined. We generated CYB5R-overexpressing flies (CYB5R-OE) and created a transgenic mouse line overexpressing CYB5R3 (CYB5R3-Tg) in the C57BL/6J background to investigate the function of this class of enzymes as regulators of metabolism and age-associated pathologies. Gender- and/or stage-specific induction of CYB5R, and pharmacological activation of CYB5R with tetrahydroindenoindole extended fly lifespan. Increased expression of CYB5R3 was associated with significant improvements in several metabolic parameters that resulted in modest lifespan extension in mice. Diethylnitrosamine-induced liver carcinogenesis was reduced in CYB5R3-Tg mice. Accumulation of high levels of long-chain polyunsaturated fatty acids, improvement in mitochondrial function, decrease in oxidative damage and inhibition of chronic pro-inflammatory pathways occurred in the transgenic animals. These results indicate that CYB5R represents a new target in the study of genes that regulate lipid metabolism and healthspan.

ABSTRACT NADPH oxidase 4 (NOX4) regulates endothelial inflammation by producing reactive oxygen species. Since coenzyme Q (CoQ) mimics affect NOX4 activity, we hypothesize that cytochrome b5 reductase 3 (CYB5R3), a CoQ reductase abundant in vascular endothelial cells, modulates inflammatory activation. Mice lacking endothelial CYB5R3 (R3 KO), under lipopolysaccharides (LPS) challenge, showed exacerbated hypotension, decreased acetylcholine-induced vasodilation, and elevated vascular adhesion molecule 1 (Vcam-1) mRNA in aorta. In vitro, silencing Cyb5r3 enhanced LPS-induced VCAM-1 protein in a NOX4 dependent manner. APEX2- based electron microscopy and proximity biotinylation demonstrated CYB5R3’s localization on the mitochondrial outer membrane and its interaction with NOX4, which was further confirmed by the proximity ligation assay. Notably, Cyb5r3 silenced HAECs had less total H 2 O 2 but more mitochondrial O 2 •- . Using inactive or non-membrane bound active CYB5R3, we found CYB5R3 activity and membrane translocation were needed for optimal generation of H 2 O 2 by NOX4. Lastly, CoQ deficient cells showed decreased NOX4-derived H 2 O 2 , indicating a requirement for endogenous CoQ in NOX4 activity. In conclusion, CYB5R3 mitigates endothelial inflammatory activation by assisting in NOX4-dependent H 2 O 2 generation via CoQ. NOVELTY AND SIGNIFICANCE What Is Known? NADPH oxidase 4 (NOX4) reportedly produces primarily hydrogen peroxide (H 2 O 2 ) and, to a lesser extent, superoxide (O 2 •- ) and has been shown to have both beneficial and deleterious effects in the cardiovascular system. NOX4 activity can be affected by NAD(P)H quinone oxidoreductase 1 (NQO1), a CoQ reductase, and synthetic quinone compounds used to mimic CoQ. Cytochrome b5 reductase 3 (CYB5R3) is known to reduce CoQ and is highly expressed in endothelial cells. What New Information Does This Article Contribute? In vivo, the lack of endothelial CYB5R3 causes exacerbated lipopolysaccharides (LPS)-induced inflammatory signaling, endothelial dysfunction, and hypotension. Endothelial CYB5R3 mitigates inflammatory signaling by LPS and tumor necrosis factor α (TNF-α) in a NOX4 dependent manner. In endothelial cells, CYB5R3 and NOX4 reside in close proximity on the mitochondrial outer membrane. NOX4’s ability to generate H 2 O 2 depends on the membrane translocation and activity of CYB5R3 and the presence of endogenous CoQ. NONSTANDARD Abbreviations and Acronyms Protein names are abbreviated as capital letters (e.g., CYB5R3), while the corresponding gene names are annotated as in italic lower cases (e.g., Cyb5r3 ).