ABSTRACT MicroRNAs (miRNAs) play a critical role as post-transcriptional regulators of gene expression. The ENCODE project profiled the expression of miRNAs in a comprehensive set of tissues during a time-course of mouse embryonic development and captured the expression dynamics of 785 miRNAs. We found distinct tissue and developmental stage specific miRNA expression clusters, with an overall pattern of increasing tissue specific expression as development proceeds. Comparative analysis of conserved miRNAs in mouse and human revealed stronger clustering of expression patterns by tissue types rather than by species. An analysis of messenger RNA gene expression clusters compared with miRNA expression clusters identifies the potential role of specific miRNA expression clusters in suppressing the expression of mRNAs specific to other developmental programs in the tissue where these microRNAs are expressed during embryonic development. Our results provide the most comprehensive timecourse of miRNA expression as an integrated part of the ENCODE reference dataset for mouse embryonic development.

In small RNA (smRNAs) sequencing studies, highly abundant molecules such as adapter dimer products and tissue-specific microRNAs (miRNAs) inhibit accurate quantification of lowly expressed species. We previously developed a method to selectively deplete highly abundant miRNAs. However, this method does not deplete adapter dimer ligation products that, unless removed by gel-separation, comprise most of the library. Here, we have adapted and modified recently described methods for CRISPR/Cas9-based Depletion of Abundant Species by Hybridization (DASH) to smRNA-seq, which we have termed miRNA and Adapter Dimer - DASH (MAD-DASH). In MAD-DASH, Cas9 is complexed with sgRNAs targeting adapter dimer ligation products, alongside highly expressed tissue-specific smRNAs, for cleavage in vitro. This process dramatically reduces (>90%) adapter dimer and targeted smRNA sequences, is multiplexable, shows minimal off-target effects, improves the quantification of lowly expressed miRNAs from human plasma and tissue derived RNA, and obviates the need for gel-separation, greatly increasing sample throughput. Additionally, the method is fully customizable to other smRNA-seq preparation methods. Like depletion of ribosomal RNA for mRNA-seq and mitochondrial DNA for ATAC-seq, our method allows for greater proportional read-depth of non-targeted sequences.