Bacteria are protected by a polymer of peptidoglycan that serves as an exoskeleton1. In Staphylococcus aureus, the peptidoglycan assembly enzymes relocate during the cell cycle from the periphery, where they are active during growth, to the division site where they build the partition between daughter cells2–4. But how peptidoglycan synthesis is regulated throughout the cell cycle is poorly understood5,6. Here, we used a transposon screen to identify a membrane protein complex that spatially regulates S. aureus peptidoglycan synthesis. This complex consists of an amidase that removes stem peptides from uncrosslinked peptidoglycan and a partner protein that controls its activity. Amidases typically hydrolyse crosslinked peptidoglycan between daughter cells so that they can separate7. However, this amidase controls cell growth. In its absence, peptidoglycan synthesis becomes spatially dysregulated, which causes cells to grow so large that cell division is defective. We show that the cell growth and division defects due to loss of this amidase can be mitigated by attenuating the polymerase activity of the major S. aureus peptidoglycan synthase. Our findings lead to a model wherein the amidase complex regulates the density of peptidoglycan assembly sites to control peptidoglycan synthase activity at a given subcellular location. Removal of stem peptides from peptidoglycan at the cell periphery promotes peptidoglycan synthase relocation to midcell during cell division. This mechanism ensures that cell expansion is properly coordinated with cell division. Bacterial cell wall amidases typically hydrolyse crosslinked peptidoglycan between daughter cells so they can separate. An amidase that cleaves uncrosslinked peptidoglycan and its regulator are identified here and shown to regulate cell growth, rather than separation. This enzyme regulates the density of peptidoglycan assembly sites, ensuring coordination between cell expansion and cell division.

Methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) is a common cause of community- and hospital-acquired infections and is responsible for a large fraction of deaths caused by antibiotic-resistant bacteria. S. aureus is surrounded by a complex cell envelope that protects it from antimicrobial compounds and other stresses. Here, we show that controlling the length of an essential cell envelope polymer, lipoteichoic acid, is critical for controlling S. aureus cell size and cell envelope integrity. We also show that genes involved in LTA length regulation are required for resistance to beta-lactam antibiotics in MRSA. The proteins encoded by these genes may be targets for combination therapy with an appropriate beta-lactam.

Abstract Bacteria are protected by a polymer of peptidoglycan that serves as an exoskeleton. In Staphylococcus aureus , the enzymes that assemble peptidoglycan move during the cell cycle from the periphery, where they are active during growth, to the division site where they build the partition between daughter cells. But how peptidoglycan synthesis is regulated throughout the cell cycle is not understood. Here we identify a membrane protein complex that spatially regulates S. aureus peptidoglycan synthesis. This complex consists of an amidase that removes peptide chains from uncrosslinked peptidoglycan and a partner protein that controls its activity. Typical amidases act after cell division to hydrolyze peptidoglycan between daughter cells so they can separate. However, we show that this amidase controls cell growth. In its absence, excess peptidoglycan synthesis occurs at the cell periphery, causing cells to grow so large that cell division is defective. We show that cell growth and division defects due to loss of this amidase can be mitigated by attenuating the polymerase activity of the major S. aureus peptidoglycan synthase. Our findings lead to a model wherein the amidase complex regulates the density of peptidoglycan assembly sites to control peptidoglycan synthase activity at a given cellular location. Removal of peptide chains from peptidoglycan at the cell periphery promotes synthase movement to midcell during cell division. This mechanism ensures that cell expansion is properly coordinated with cell division.

Abstract The Burkholderia cepacia complex (Bcc) is a group of bacteria including several opportunistic human pathogens. Immunocompromised individuals and cystic fibrosis patients are especially vulnerable to serious infections by these bacteria, motivating the search for compounds with antimicrobial activity against the Bcc. The natural product ubonodin is a lasso peptide with promising activity against several Bcc species, working by inhibiting RNA polymerase in susceptible bacteria. In this study, we developed a high-throughput screen using next-generation sequencing to examine the fitness of a library of over 90,000 ubonodin variants, generating the most comprehensive dataset on lasso peptide activity so far. This screen revealed information regarding the structure-activity relationship of ubonodin over a large sequence space, indicating certain residues that can tolerate amino acid substitutions and still retain activity. Remarkably, the screen identified one variant with not only improved activity compared to wild-type ubonodin but also a sub-micromolar minimum inhibitory concentration (MIC) against a clinical isolate of the Bcc member Burkholderia cenocepacia . Ubonodin and several of the variants identified in this study had a lower MIC against certain Bcc strains than many clinically approved antibiotics. Finally, the large library size enabled us to develop DeepLasso, a deep learning model that can predict the RNAP inhibitory activity of an ubonodin variant.

Abstract Ribosomally synthesized and post-translationally modified peptides (RiPPs) are a fascinating class of natural products of ribosomal origins. In the past decade, various sophisticated machine learning-based software packages have been established to discover novel RiPPs that do not resemble the known families. Instead, we argue that tailoring enzymes that cluster with various RiPP families can serve as effective bioinformatic seeds for novel RiPP discovery. Leveraging that O -methyltransferases homologous to protein isoaspartyl methyltransferases (PIMTs) are associated with lasso peptide, graspetide, and lanthipeptide biosynthetic gene clusters (BGCs), we utilized the C-terminal motif unique to RiPP-associated O -methyltransferases as the search query to discover a novel family of RiPPs, imiditides. Our genome-mining algorithm reveals a total of 670 imiditide BGCs, widely distributed in Gram-positive bacterial genomes. In addition, we demonstrate the heterologous production of the founding member of the imiditide family, mNmaA M , encoded in the genome of Nonomuraea maritima . In contrast to other RiPP associated PIMTs that recognize constrained peptides as substrates, the PIMT homolog in mNmaA M BGC, NmaM, methylates a specific Asp residue on the linear precursor peptide, NmaA. The methyl ester is then turned into an aspartimide spontaneously. The aspartimide moiety formed is unusually stable, leading to the accumulation of the aspartimidylated product in vivo . The substrate specificity is achieved by extensive charge-charge interactions between the precursor NmaA and the modifying enzyme NmaM suggested by both experimental validations as well as an AlphaFold model prediction. Our study suggests that PIMT-mediated aspartimide formation is an underappreciated backbone modification strategy in RiPP biosynthesis, compared to the well-studied backbone rigidification chemistries, such as thiazol(in)e and oxazol(in)e formations. Additionally, our findings suggest that aspartimide formation in Gram-positive bacterial proteomes are not limited to spontaneous protein aging and degradation. TOC Figure

ABSTRACT Construction and remodeling of the bacterial peptidoglycan (PG) cell wall must be carefully coordinated with cell growth and division. Central to cell wall construction are hydrolases that cleave bonds in peptidoglycan. These enzymes also represent potential new antibiotic targets. One such hydrolase, the amidase LytH in Staphylococcus aureus , acts to remove stem peptides from PG, controlling where substrates are available for insertion of new PG strands and consequently regulating cell size. When it is absent, cells grow excessively large and have division defects. For activity, LytH requires a protein partner, ActH, that consists of an intracellular domain, a large rhomboid protease domain, and three extracellular tetratricopeptide repeats (TPRs). Here we demonstrate that the amidase-activating function of ActH is entirely contained in its extracellular TPRs. We show that ActH binding stabilizes metals in the LytH active site, and that LytH metal binding in turn is needed for stable complexation with ActH. We further present a structure of a complex of the extracellular domains of LytH and ActH. Our findings suggest that metal cofactor stabilization is a general strategy used by amidase activators and that ActH houses multiple functions within a single protein. SIGNIFICANCE STATEMENT The Gram-positive pathogen Staphylococcus aureus is a leading cause of antibiotic resistance-associated death in the United States. Many antibiotics used to treat S. aureus , including the beta-lactams, target biogenesis of the essential peptidoglycan (PG) cell wall. Some hydrolases play important roles in cell wall construction and are potential antibiotic targets. The amidase LytH, which requires a protein partner, ActH, for activity, is one such hydrolase. Here, we uncover how the extracellular domain of ActH binds to LytH to stabilize metals in the active site for catalysis. This work advances our understanding of how hydrolase activity is controlled to contribute productively to cell wall synthesis.

ABSTRACT New antibiotics are needed as bacterial infections continue to be a leading cause of death. Notorious among antibiotic-resistant bacteria is the Burkholderia cepacia complex (Bcc), which infects cystic fibrosis patients, causing lung function decline. We recently discovered a novel ribosomally synthesized and post-translationally modified peptide (RiPP), ubonodin, with potent activity against several Burkholderia pathogens. Ubonodin inhibits RNA polymerase, but only select Bcc strains were susceptible, indicating that having a conserved cellular target does not guarantee activity. Given the cytoplasmic target, we speculate that cellular uptake of ubonodin determines susceptibility. Here, we report a new outer membrane siderophore receptor, PupB, that is required for ubonodin uptake in B. cepacia . Loss of PupB renders B. cepacia resistant to ubonodin, whereas expressing PupB sensitizes a resistant strain. Thus, outer membrane transport is the major determinant of ubonodin’s spectrum of activity. We also show that PupB is activated by a TonB protein and examine a transcriptional pathway that further regulates PupB. Finally, we elucidate the complete cellular uptake pathway for ubonodin by also identifying its inner membrane transporter in B. cepacia . Our work unravels central steps in the mechanism of action of ubonodin and establishes a general framework for dissecting RiPP function.

The opportunistic pathogen Staphylococcus aureus is protected by a cell envelope that is crucial for viability. In addition to peptidoglycan, lipoteichoic acid (LTA) is an especially important component of the S. aureus cell envelope. LTA is an anionic polymer anchored to a glycolipid in the outer leaflet of the cell membrane. It was known that deleting the gene for UgtP, the enzyme that makes this glycolipid anchor, causes cell growth and division defects. In Bacillus subtilis, growth abnormalities from the loss of ugtP have been attributed to the absence of the encoded protein, not to loss of its enzymatic activity. Here, we show that growth defects in S. aureus ugtP deletion mutants are due to the long, abnormal LTA polymer that is produced when the glycolipid anchor is missing from the outer leaflet of the membrane. Dysregulated cell growth leads to defective cell division, and these phenotypes are corrected by mutations in the LTA polymerase, ltaS, that reduce polymer length. We also show that S. aureus mutants with long LTA are sensitized to cell wall hydrolases, beta-lactam antibiotics, and compounds that target other cell envelope pathways. We conclude that control of LTA polymer length is important for S. aureus physiology and promotes survival under stressful conditions, including antibiotic stress.