ABSTRACT Active implantable microscale reservoir-based drug delivery systems enabled novel and effective drug delivery concepts for both systemic and localized drug delivery applications. These systems typically consist of a drug reservoir and an active pumping mechanism for precise delivery of drugs. Here we present a stand-alone, refillable, scalable, and fully implantable microreservoir platform to be integrated with micropumps as a storing component of active implantable drug delivery microsystems. The microreservoir was fabricated with 3D-printing technology, enabling miniature, scalable, and planar structure, optimized for subcutaneous implantation especially in small animals (e.g., mouse), while being readily scalable for larger animals and human translation. Three different capacities of the microreservoir (1 μL, 10 μL, and 100 μL) were fabricated and characterized all with 3 mm thickness. The microreservoir consists of two main parts: a cavity for long-term drug storage with an outlet microtubing (250 μm OD, 125 μm ID), and a refill port for transcutaneous refills through a septum. The cavity membrane is fabricated with thin Parylene-C layers using a polyethylene glycol sacrificial layer, minimizing restoring force and hence backflow, as fluid is discharged. This feature enables integration to normally-open mechanisms and improves pumping efficiency when integrated to normally-closed pumps. The results of in vitro optimization and characterization of the cavity membrane show 95% extraction percentage of the cavity with insignificant (2%) backflow due to restoring force of the membrane. The refill port septum thickness is minimized down to 1 mm by a novel pre-compression concept, while capable of ~65000 injections with 30 Ga non-coring needles without leakage under 100 kPa (4× greater than physiological backpressure). To demonstrate integrability of the microreservoir to an active micropump, the 10 μL microreservoir was integrated to a micropump recently developed in our laboratory, making an implantable drug delivery microsystem. Two different microsystems were subcutaneously implanted in two mice, and the outlet microtubing was implanted into the round window membrane niche for infusion of a known ototoxic compound (sodium salicylate) at 50 nL/min for 20 min. Real-time shifts in distortion product otoacoustic emission thresholds and amplitudes were measured during the infusion. The in vivo results show a mean shift of 22.1 dB after 20 min for the most basal region, matching with syringe pump results. A biocompatibility experiment was performed on the microsystem for six months to assess design and fabrication suitability for chronic subcutaneous implantation and clinical translational development. The results demonstrate very favorable signs of biocompatibility for long-term implantation. Although tested here on mice for a specific inner ear application, this low-cost design and fabrication methodology is scalable for use in larger animals and human for different applications/delivery sites.

Abstract Controlled fluid flows are the hallmark feature of microfluidic culture systems and provide precise definition over the biophysical and biochemical microenvironment. Flow control is commonly achieved using displacement-based (e.g., syringe or peristaltic pumps) or pressure-based techniques. These methods offer complex flow capabilities but can be challenging to integrate into incubators or other confined environments due to their large form factors and accompanying peripheral equipment. Since many microfluidic cell culture studies use a single controlled flow rate to maintain or stimulate cells, a portable flow control platform that fits easily into an incubator will benefit the microfluidic community. Here, we demonstrate that a tunable, 3D printed micro pressure regulator ( μ PR), combined with a battery-powered miniature air pump, can operate as a stand-alone pneumatic flow control platform for microfluidic applications. We detail the design and fabrication of the μ PR and demonstrate: i) a tunable outlet pressure range relevant for microfluidic applications (1-10 kPa), ii) highlight dynamic control in a microfluidic network, and iii) maintain human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) in a multi-compartment membrane-based culture device under continuous flow conditions. We anticipate that our 3D-printed fabrication approach and open access designs will allow other laboratories to rapidly customize μ PRs to support a broad range of applications.

ABSTRACT Fibrillar collagens are structural proteins in the extracellular matrix (ECM), and cellular processes, including differentiation, proliferation, and migration, have been linked to the orientation (directionality) and alignment (anisotropy) of collagen fibers. Given the importance of cell-substrate interactions in driving biological functions, several microfluidic approaches have demonstrated three-dimensional (3D) collagen gels with defined fiber properties that enable quantitative correlations between structural cues and observed cell responses. Although existing methods provide excellent definition over collagen fiber anisotropy, independent control over both anisotropy and directionality (that we collectively refer to as the collagen landscape) has not been demonstrated. Therefore, to advance collagen microengineering capabilities, we present a user-friendly approach that uses controlled fluid flows within a non-uniform microfluidic channel network to create well-defined collagen landscapes. We demonstrate capabilities including i) control over fiber anisotropy, ii) spatial gradients in fiber anisotropy, iii) defined fiber directionality, and iv) multi-material interfaces. We then show that cells respond to the microengineered topographic cues by aligning along the anisotropy domains and following fiber directionality. Finally, this platform’s modular capability is demonstrated by integrating an ultrathin porous parylene (UPP) membrane on the microengineered collagen as a mask to control cell-substrate interactions.