Abstract Transcriptome profiling by RNA sequencing (RNA-seq) has been widely used to characterize cellular status but it relies on second strand cDNA synthesis to generate initial material for library preparation. Here we use bacterial transposase Tn5, which has been increasingly used in various high-throughput DNA analyses, to construct RNA-seq libraries without second strand synthesis. We show that Tn5 transposome can randomly bind RNA/DNA heteroduplexes and add sequencing adapters onto RNA directly after reverse transcription. This method, Sequencing HEteRo RNA-DNA-hYbrid (SHERRY), is versatile and scalable. SHERRY accepts a wide range of starting materials, from bulk RNA to single cells. SHERRY offers a greatly simplified protocol, and produces results with higher reproducibility and GC uniformity compared with prevailing RNA-seq methods. Significance Statement RNA sequencing is widely used to measure gene expression in biomedical research; therefore, improvements in the simplicity and accuracy of the technology are desirable. All existing RNA sequencing methods rely on the conversion of RNA into double-stranded DNA through reverse transcription followed by second strand synthesis. The latter step requires additional enzymes and purification, and introduces sequence-dependent bias. Here, we show that Tn5 transposase, which randomly binds and cuts double-stranded DNA, can directly fragment and prime the RNA/DNA heteroduplexes generated by reverse transcription. The primed fragments are then subject to PCR amplification. This provides a new approach for simple and accurate RNA characterization and quantification.

Abstract Transcription coupled-nucleotide excision repair (TC-NER) removes DNA lesions that block RNA polymerase II (Pol II) transcription. A key step in TC-NER is the recruitment of the TFIIH complex, which initiates DNA unwinding and damage verification; however, the mechanism by which TFIIH is recruited during TC-NER, particularly in yeast, remains unclear. Here, we show that the C-terminal domain (CTD) of elongation factor-1 (Elf1) plays a critical role in TC-NER in yeast by binding TFIIH. Analysis of genome-wide repair of UV-induced cyclobutane pyrimidine dimers (CPDs) using CPD-seq indicates that the Elf1 CTD in yeast is required for efficient TC-NER. We show that the Elf1 CTD binds to the pleckstrin homology (PH) domain of the p62 subunit of TFIIH in vitro, and identify a putative TFIIH-interaction region (TIR) in the Elf1 CTD that is important for PH binding and TC-NER. The Elf1 TIR shows functional, structural, and sequence similarities to a conserved TIR in the mammalian UV sensitivity syndrome A (UVSSA) protein, which recruits TFIIH during TC-NER in mammalian cells. These findings suggest that the Elf1 CTD acts as a functional counterpart to mammalian UVSSA in TC-NER by recruiting TFIIH in response to Pol II stalling at DNA lesions.

Transcription-coupled nucleotide excision repair (TC-NER) is a highly conserved DNA repair pathway that removes bulky lesions in the transcribed genome. Cockayne syndrome B protein (CSB), or its yeast ortholog Rad26, has been known for decades to play important roles in the lesion-recognition steps of TC-NER. Another conserved protein ELOF1, or its yeast ortholog Elf1, was recently identified as a core transcription-coupled repair factor. How Rad26 distinguishes between RNA polymerase II (Pol II) stalled at a DNA lesion or other obstacles and what role Elf1 plays in this process remains unknown. Here, we present cryo-EM structures of Pol II-Rad26 complexes stalled at different obstacles that show that Rad26 uses a universal mechanism to recognize a stalled Pol II but interacts more strongly with a lesion-arrested Pol II. A cryo-EM structure of lesion-arrested Pol II-Rad26 bound to Elf1 revealed that Elf1 induces new interactions between Rad26 and Pol II when the complex is stalled at a lesion. Biochemical and genetic data support the importance of the interplay between Elf1 and Rad26 in TC-NER initiation.

Despite significant advances in all aspects of single particle cryo-electron microscopy (cryo-EM), specimen preparation still remains a challenge. During sample preparation, macromolecules interact with the air-water interface, which often leads to detrimental effects such as denaturation or adoption of preferred orientations, ultimately hindering structure determination. Randomly biotinylating the protein of interest and then tethering it to a cryo-EM grid coated with two- dimensional crystals of streptavidin (acting as an affinity surface) can prevent the protein from interacting with the air-water interface. Recently, this approach was successfully used to solve a high-resolution structure of a test sample, a bacterial ribosome. However, the general applicability of this method to samples where interaction with the air-water interface is problematic remains to be determined. Here we report a 3.1Å structure of a RNA polymerase II elongation complex stalled at a cyclobutane pyrimidine dimer lesion (Pol II EC(CPD)) solved using streptavidin grids. Our previous attempt to solve this structure using conventional sample preparation methods resulted in a poor quality cryo-EM map due to Pol II EC(CPD)'s adopting a strong preferred orientation. Imaging the same sample on streptavidin grids led to a high-resolution structure with little anisotropy, showing that streptavidin affinity grids could be used as a general strategy to address challenges posed by interaction with the air-water interface.