Noise, or random fluctuations, in gene expression may produce variability in cellular behavior. To measure the noise intrinsic to eukaryotic gene expression, we quantified the differences in expression of two alleles in a diploid cell. We found that such noise is gene-specific and not dependent on the regulatory pathway or absolute rate of expression. We propose a model in which the balance between promoter activation and transcription influences the variability in messenger RNA levels. To confirm the predictions of our model, we identified both cis- and trans-acting mutations that alter the noise of gene expression. These mutations suggest that noise is an evolvable trait that can be optimized to balance fidelity and diversity in eukaryotic gene expression.

The x-ray crystal structure of a peptide corresponding to the leucine zipper of the yeast transcriptional activator GCN4 has been determined at 1.8 angstrom resolution. The peptide forms a parallel, two-stranded coiled coil of α helices packed as in the "knobs-into-holes" model proposed by Crick in 1953. Contacts between the helices include ion pairs and an extensive hydrophobic interface that contains a distinctive hydrogen bond. The conserved leucines, like the residues in the alternate hydrophobic repeat, make side-to-side interactions (as in a handshake) in every other layer of the dimer interface. The crystal structure of the GCN4 leucine zipper suggests a key role for the leucine repeat, but also shows how other features of the coiled coil contribute to dimer formation.

Recently, a hypothetical structure called a leucine zipper was proposed that defines a new class of DNA binding proteins. The common feature of these proteins is a region spanning approximately 30 amino acids that contains a periodic repeat of leucines every seven residues. A peptide corresponding to the leucine zipper region of the yeast transcriptional activator GCN4 was synthesized and characterized. This peptide associates in the micromolar concentration range to form a very stable dimer of α helices with a parallel orientation. Although some features of the leucine zipper model are supported by our experimental data, the peptide has the characteristics of a coiled coil.

A complete description of protein metabolism requires knowledge of the rates of protein production and destruction within cells. Using an epitope-tagged strain collection, we measured the half-life of >3,750 proteins in the yeast proteome after inhibition of translation. By integrating our data with previous measurements of protein and mRNA abundance and translation rate, we provide evidence that many proteins partition into one of two regimes for protein metabolism: one optimized for efficient production or a second optimized for regulatory efficiency. Incorporation of protein half-life information into a simple quantitative model for protein production improves our ability to predict steady-state protein abundance values. Analysis of a simple dynamic protein production model reveals a remarkable correlation between transcriptional regulation and protein half-life within some groups of coregulated genes, suggesting that cells coordinate these two processes to achieve uniform effects on protein abundances. Our experimental data and theoretical analysis underscore the importance of an integrative approach to the complex interplay between protein degradation, transcriptional regulation, and other determinants of protein metabolism.

The products of the nuclear oncogenes fos and jun are known to form heterodimers that bind to DNA and modulate transcription. Both proteins contain a leucine zipper that is important for heterodimer formation. Peptides corresponding to these leucine zippers were synthesized. When mixed, these peptides preferentially form heterodimers over homodimers by at least 1000-fold. Both homodimers and the heterodimer are parallel alpha helices. The leucine zipper regions from Fos and Jun therefore correspond to autonomous helical dimerization sites that are likely to be short coiled coils, and these regions are sufficient to determine the specificity of interaction between Fos and Jun. The Fos leucine zipper forms a relatively unstable homodimer. Instability of homodimers provides a thermodynamic driving force for preferential heterodimer formation.

The leucine zipper is a protein structural motif involved in the dimerization of a number of transcription factors. We have previously shown that peptides corresponding to the leucine-zipper region of the Fos and Jun oncoproteins preferentially form heterodimeric coiled coils, and that simple principles involving electrostatic interactions are likely to determine the pairing specificity of coiled coils. A critical test of these principles is to use them as guidelines to design peptides with desired properties.Based on studies of the Fos, Jun and GCN4 leucine zippers, we have designed two peptides that are predominantly unfolded in isolation but which, when mixed, associate preferentially to form a stable, parallel, coiled-coil heterodimer. To favor heterodimer formation, we chose peptide sequences that would be predicted to give destabilizing electrostatic interactions in the homodimers that would be relieved in the heterodimer. The peptides have at least a 10(5)-fold preference for heterodimer formation, and the dissociation constant of the heterodimer in phosphate-buffered saline is approximately 30 nM at pH 7 and 20 degrees C. Studies of the pH and ionic strength dependence of stability confirm that heterodimer formation is favored largely as a result of electrostatic destabilization of the homodimers.Our successful design strategy supports previous conclusions about the mechanism of interaction between the Fos and Jun oncoproteins. These results have implications for protein design, as they show that it is possible to design peptides with simple sequences that have a very high preference to pair with one another. Finally, these sequences with 'Velcro'-like properties may have practical applications, including use as an affinity reagent, in lieu of an epitope tag, or as a way of bringing together two molecules in a cell.