Abstract Pseudouridine, the most abundant form of RNA modification, is known to play important roles in ribosome function. Mutations in human DKC1, the pseudouridine synthase responsible for catalyzing the ribosome RNA modification, cause translation deficiencies and are associated with a complex cancer predisposition. The structural basis for how pseudouridine impacts ribosome function remains uncharacterized. Here we report electron cryomicroscopy structures of a fully modified and a pseudouridine-free ribosome from Saccharomyces cerevisiae . In the modified ribosome, the rearranged N1 atom of pseudouridine is observed to stabilize key functional motifs by establishing predominately water-mediated close contacts with the phosphate backbone. The pseudouridine-free ribosome, however, is devoid of such interactions and displays conformations reflective of abnormal inter-subunit movements. The erroneous motions of the pseudouridine-free ribosome may explain its observed deficiencies in translation.

Abstract During their maturation, nascent 40S subunits enter a translation-like quality control cycle, where they are joined by mature 60S subunits to form 80S-like ribosomes. While these assembly intermediates are essential for maturation and quality control, how they form, and how their structure promotes quality control remains unknown. To address these questions, we determined the structure of an 80S-like ribosome assembly intermediate to an overall resolution of 3.4 Å. The structure, validated by biochemical data, resolves a large body of previously paradoxical data and illustrates how assembly and translation factors cooperate to promote the formation of an interface that lacks many mature subunit contacts but is stabilized by the universally conserved Dim1. We also show how Tsr1 enables this interface by blocking the canonical binding of eIF5B to 40S subunits, while maintaining its binding to 60S. The structure also shows how this interface leads to unfolding of the platform, which allows for temporal regulation of the ATPase Fap7, thus linking 40S maturation to quality-control during ribosome assembly.

Abstract During their maturation, nascent 40S subunits enter a translation-like quality control cycle, where they are joined by mature 60S subunits to form 80S-like ribosomes. While these assembly intermediates are essential for maturation and quality control, how they form, and how their structure promotes maturation and quality control remains unknown. To address these questions, we solved the structure of an 80S-like ribosome assembly intermediate to an overall resolution of 3.4 A. The structure, validated by biochemical data herein, resolves a large body of previously paradoxical data and illustrates how assembly and translation factors cooperate to promote the formation of an interface that lacks many mature subunit contacts but is stabilized by the universally conserved Dim1. The structure also shows how this interface leads to unfolding of the platform, which allows for temporal regulation of the ATPase Fap7 and the nuclease Nob1, thus linking quality-control and 40S maturation during ribosome assembly.

Abstract The control of CRISPR-Cas9 activities plays an essential role in its safe adoption for clinical and research applications. Previous studies have identified conformational dynamics of Cas9 as a key regulatory element for its enzymatic activity. The molecular basis for how conformations influence the catalytic processes at both nuclease domains, however, remains elusive. Here we present well-resolved cryo-EM structures of the active Acidothermus cellulolyticus Cas9 (AceCas9) complexes representing pre-cleavage (2.9 Å), two reaction intermediate (2.2 Å and 2.4 Å) and two post-cleavage (2.6 Å and 2.7 Å) states that reveal active site rearrangement during DNA binding and phosphodiester bond breakage by Cas9. Strikingly, large domain rearrangements in Cas9 triggered by the cognate DNA result in subtle changes in active sites that facilitate coordination of metal ions required for catalysis. The two reaction intermediate structures further reveal small oscillations in domain conformations, which alternates the reactive states of the two catalytic centers, thereby coupling cleavage of the two DNA strands. Consistent with the roles of conformations in organizing the active sites, adjustments of metal coordination ligands lead to altered metal specificity.

Abstract The small RNA-mediated immunity in bacteria depends on foreign RNA-activated and self RNA-inhibited enzymatic activities. The multi-subunit Type III-A CRISPR-Cas effector complex (Csm) exemplifies this principle, but its molecular basis for regulation remains unexplained. Recognition of the foreign RNA, or cognate target RNA (CTR), triggers its single-stranded deoxyribonuclease (DNase) and cyclic oligoadenylate (cOA) synthesis activities. The same activities remain dormant in the presence of the self-RNA, or noncognate target RNA (NTR) that differs from CTR only in its 3’-protospacer flanking sequence. Here we captured four structures of in vivo assembled Lactococcus lactis Csm (LlCsm) by electron cryomicroscopy representing both the active and the inactive states. Surprisingly, in absence of bound RNA, LlCsm largely forms a minimal assembly lacking the Csm2 subunit with a stably bound catalytic subunit Csm1. Comparison of the minimal LlCsm structure and activities, both in vitro and in vivo, with those of fully assembled LlCsm reveals a molecular mechanism responsible for the viral RNA-activated and self RNA-inhibited activity of Csm1 through protein dynamics. Graphic Art Summary

Cas7-11 is a Type III-E CRISPR Cas effector that confers programmable RNA cleavage and has potential applications in RNA interference. Cas7-11 encodes a single polypeptide containing four Cas7- and one Cas11-like segments that obscures the distinction between the multi-subunit Class 1 and the single-subunit Class-2 CRISPR-Cas systems. We report a cryo-EM structure of the active Cas7-11 from Desulfonema ishimotonii (DiCas7-11) that reveals the molecular basis for RNA processing and interference activities. DiCas7-11 arranges its Cas7- and Cas11-like domains in an extended form that resembles the backbone made up by four Cas7 and one Cas11 subunits in the multi-subunit enzymes. Unlike the multi-subunit enzymes, however, the backbone of DiCas7-11 contains evolutionarily different Cas7 and Cas11 domains, giving rise to their unique functionality. The first Cas7-like domain nearly engulfs the last 15 direct repeat nucleotides and is responsible for processing and recognition of the CRISPR RNA. Whereas both the second and the third Cas7-like domains mediate target RNA cleavage, they differ in metal requirement for catalysis. The long variable insertion to the fourth Cas7-like domain has little impact to RNA processing or targeting, suggesting the possibility for engineering a compact and programmable RNA interference tool.