Abstract CTCF and cohesin play a key role in organizing chromatin into TAD structures. Disruption of a single CTCF binding site is sufficient to change chromosomal interactions leading to alterations in chromatin modifications and gene regulation. However, the extent to which alterations in chromatin modifications can disrupt 3D chromosome organization leading to transcriptional changes is unknown. In multiple myeloma a 4;14 translocation induces overexpression of the histone methyltransferase, NSD2 resulting in expansion of H3K36me2 and shrinkage of antagonistic H3K27me3 domains. Using isogenic cell lines producing high and low levels of NSD2, we find oncogene activation is linked to alterations in H3K27ac and CTCF within H3K36me2 enriched chromatin. A linear regression model reveals that changes in both CTCF and/or H3K27ac significantly increase the probability that a gene sharing the same insulated domain will be differentially expressed. These results identify a bidirectional relationship between 2D chromatin and 3D genome organization in gene regulation.

Background Ubiquitously expressed CTCF is involved in numerous cellular functions, such as organizing chromatin into TAD structures. In contrast, its paralog, CTCFL is normally only present in testis. However, it is also aberrantly expressed in many cancers. While it is known that shared and unique zinc finger sequences in CTCF and CTCFL enable CTCFL to bind competitively to a subset of CTCF binding sites as well as its own unique locations, the impact of CTCFL on chromosome organization and gene expression has not been comprehensively analyzed in the context of CTCF function. Using an inducible complementation system, we analyze the impact of expressing CTCFL and CTCF-CTCFL chimeric proteins in the presence or absence of endogenous CTCF to clarify the relative and combined contribution of CTCF and CTCFL to chromosome organization and transcription. Results We demonstrate that the N terminus of CTCF interacts with cohesin which explains the requirement for convergent CTCF binding sites in loop formation. By analyzing CTCF and CTCFL binding in tandem we identify phenotypically distinct sites with respect to motifs, targeting to promoter/intronic intergenic regions and chromatin folding. Finally, we reveal that the N, C and zinc finger terminal domains play unique roles in targeting each paralog to distinct binding sites, to regulate transcription, chromatin looping and insulation. Conclusion This study clarifies the unique and combined contribution of CTCF and CTCFL to chromosome organization and transcription, with direct implications for understanding how their co-expression deregulates transcription in cancer.

4C-Seq has proven to be a powerful technique to identify genome-wide interactions with a single locus of interest (or bait) that can be important for gene regulation. However, analysis of 4C-Seq data is complicated by the many biases inherent to the technique. An important consideration when dealing with 4C-Seq data is the differences in resolution of signal across the genome that result from differences in 3D distance separation from the bait. This leads to the highest signal in the region immediately surrounding the bait and increasingly lower signals in far-cis and trans. Another important aspect of 4C-Seq is the resolution, which is greatly influenced by the choice of restriction enzyme and the frequency at which it can cut the genome. Thus, it is important that a 4C-Seq analysis method is flexible enough to analyze data generated using different enzymes and to identify interactions across the entire genome. Current methods for 4C-Seq analysis only identify interactions in regions near the bait or in regions located in far-cis and trans, but no method comprehensively analyzes 4C signals of different length scales. In addition, some methods also fail in experiments where chromatin fragments are generated using frequent cutter restriction enzymes. Here, we describe 4C-ker, a Hidden-Markov Model based analysis that identifies regions throughout the genome that interact with the 4C bait locus. In addition we incorporate methods for the identification of differential interactions in multiple 4C-seq datasets collected from different genotypes or experimental conditions. Adaptive window sizes are used to correct for differences in signal coverage in near-bait regions, far-cis and trans chromosomes. Using several datasets, we demonstrate that 4C-ker outperforms all existing 4C-Seq pipelines in its ability to reproducibly identify interaction domains at all genomic ranges with different resolution enzymes.

Activation of regulatory elements is thought to be inversely correlated with DNA methylation levels. However, it is difficult to determine whether DNA methylation is compatible with chromatin accessibility or transcription factor (TF) binding if assays are performed separately. We developed a fast, low input, low sequencing depth method, EpiMethylTag that combines ATAC-seq or ChIP-seq (M-ATAC or M-ChIP) with bisulfite conversion, to simultaneously examine accessibility/TF binding and methylation on the same DNA. Here we demonstrate that EpiMethylTag can be used to study the functional interplay between chromatin accessibility and TF binding (CTCF and KLF4) at methylated sites.

CRLF2 overexpression in B-ALL patients with an IGH-CRLF2 translocation activates JAK-STAT, PI3K and ERK/MAPK signaling pathways. Although inhibitors of these pathways are available, investigating alternate targets could reduce treatment-associated toxicities. Comparing RNA-seq from IGH-CRLF2 and non-translocated patients we defined a translocation gene signature. Next, we assembled a B-ALL cancer-specific regulatory network using 529 B-ALL patient samples from the NCI TARGET database coupled with priors generated from ATAC-seq peak TF-motif analysis. The network was used to infer differential changes in TF activities predicted to control IGH-CRLF2 deregulated genes, thereby enabling identification of translocation-associated pathways and potential new therapeutic targets.

LINE-1/L1 retrotransposon sequences comprise 17% of the human genome. Among the many classes of mobile genetic elements, L1 is the only autonomous retrotransposon that still drives human genomic plasticity today. Through its co-evolution with the human genome, L1 has intertwined itself with host cell biology to aid its proliferation. However, a clear understanding of L1's lifecycle and the processes involved in restricting its insertion and its intragenomic spreading remains elusive. Here we identify modes of L1 proteins' entrance into the nucleus, a necessary step for L1 proliferation. Using functional, biochemical, and imaging approaches, we also show a clear cell cycle bias for L1 retrotransposition that peaks during the S phase. Our observations provide a basis for novel interpretations about the nature of nuclear and cytoplasmic L1 ribonucleoproteins (RNPs) and the potential role of DNA replication in L1 retrotransposition.

Use of low resolution single cell DNA FISH and population based high resolution chromosome conformation capture techniques have highlighted the importance of pairwise chromatin interactions in gene regulation. However, it is unlikely that these associations act in isolation of other interacting partners within the genome. Indeed, the influence of multi-loci interactions in gene control remains something of an enigma as beyond low-resolution DNA FISH we do not have the appropriate tools to analyze these. Here we present a method that uses standard 4C-seq data to identify multi-loci interactions from the same cell. We demonstrate the feasibility of our method using 4C-seq data sets that identify known pairwise interactions involving the Tcrb and Igk antigen receptor enhancers, in addition to novel tri-loci associations. We further show that enhancer deletions not only interfere with tri-loci interactions in which they participate, but they also disrupt pairwise interactions between other partner enhancers and this disruption is linked to a reduction in their transcriptional output. These findings underscore the functional importance of hubs and provide new insight into chromatin organization as a whole. Our method opens the door for studying multi-loci interactions and their impact on gene regulation in other biological settings.