Real-time deformability cytometry allows the continuous mechanical characterization of cells with high throughput and is applied to distinguish cell-cycle phases, track differentiated cells and profile cell populations in whole blood. We introduce real-time deformability cytometry (RT-DC) for continuous cell mechanical characterization of large populations (>100,000 cells) with analysis rates greater than 100 cells/s. RT-DC is sensitive to cytoskeletal alterations and can distinguish cell-cycle phases, track stem cell differentiation into distinct lineages and identify cell populations in whole blood by their mechanical fingerprints. This technique adds a new marker-free dimension to flow cytometry with diverse applications in biology, biotechnology and medicine.

Cell stiffness is a sensitive indicator of physiological and pathological changes in cells, with many potential applications in biology and medicine. A new method, real-time deformability cytometry, probes cell stiffness at high throughput by exposing cells to a shear flow in a microfluidic channel, allowing for mechanical phenotyping based on single-cell deformability. However, observed deformations of cells in the channel not only are determined by cell stiffness, but also depend on cell size relative to channel size. Here, we disentangle mutual contributions of cell size and cell stiffness to cell deformation by a theoretical analysis in terms of hydrodynamics and linear elasticity theory. Performing real-time deformability cytometry experiments on both model spheres of known elasticity and biological cells, we demonstrate that our analytical model not only predicts deformed shapes inside the channel but also allows for quantification of cell mechanical parameters. Thereby, fast and quantitative mechanical sampling of large cell populations becomes feasible.

The identification and separation of specific cells from heterogeneous populations is an essential prerequisite for further analysis or use. Conventional passive and active separation approaches rely on fluorescent or magnetic tags introduced to the cells of interest through molecular markers. Such labeling is time- and cost-intensive, can alter cellular properties, and might be incompatible with subsequent use, for example, in transplantation. Alternative label-free approaches utilizing morphological or mechanical features are attractive, but lack molecular specificity. Here we combine image-based real-time fluorescence and deformability cytometry (RT-FDC) with downstream cell sorting using standing surface acoustic waves (SSAW). We demonstrate basic sorting capabilities of the device by separating cell mimics and blood cell types based on fluorescence as well as deformability and other image parameters. The identification of blood sub-populations is enhanced by flow alignment and deformation of cells in the microfluidic channel constriction. In addition, the classification of blood cells using established fluorescence-based markers provides hundreds of thousands of labeled cell images used to train a deep neural network. The trained algorithm, with latency optimized to below 1 ms, is then used to identify and sort unlabeled blood cells at rates of 100 cells/sec. This approach transfers molecular specificity into label-free sorting and opens up new possibilities for basic biological research and clinical therapeutic applications.### Competing Interest StatementP.R., C.H. and P.M. work for Zellmechanik Dresden GmbH, the company which sells devices based on RT FDC technology. P.R. and C.H. hold shares of Zellmechanik Dresden GmbH. A.A.N., M.H., M.N. and J.G. have applied for patent protection of this method. M.U., M.Kr., N.T., M.Ku., R.G., S.A., F.R., A.T., S.G. and A.J. declare no competing interest.

Blood is arguably the most important bodily fluid and its analysis provides crucial health status information. A first routine measure to narrow down diagnosis in clinical practice is the differential blood count, determining the frequency of all major blood cells. What is lacking to advance initial blood diagnostics is an unbiased and quick functional assessment of blood that can narrow down the diagnosis and generate specific hypotheses. To address this need, we introduce the continuous, cell-by-cell morpho-rheological (MORE) analysis of whole blood, without labeling, enrichment or separation, at rates of 1,000 cells/sec. In a drop of blood we can identify all major blood cells and characterize their pathological changes in several disease conditions in vitro and in patient samples. This approach takes previous results of mechanical studies on specifically isolated blood cells to the level of application directly in whole blood and adds a functional dimension to conventional blood analysis.

Cell mechanical characterization has recently approached the throughput of conventional flow cytometers. However, this very sensitive, label-free approach still lacks the specificity of molecular markers. Here we combine real-time 1D-imaging fluorescence and deformability cytometry (RT-FDC) to merge the two worlds in one instrument - opening many new research avenues. We demonstrate its utility using sub-cellular fluorescence localization to identify mitotic cells and test for their mechanical changes in an RNAi screen.

Abstract Misshaped red blood cells (RBCs), characterized by thorn-like protrusions known as acanthocytes, are a key diagnostic feature in Chorea-Acanthocytosis (ChAc), a rare neurodegenerative disorder. The altered RBC morphology likely influences their biomechanical properties which are crucial for the cells to pass the microvasculature. Here, we investigated blood cell deformability of 5 ChAc patients compared to healthy controls during up to one-year individual off-label treatment with the tyrosine kinases inhibitor dasatinib or several weeks with lithium. Measurements with two microfluidic techniques allowed us to assess RBC deformability under different shear stresses. Furthermore, we characterized leukocyte stiffness at high shear stresses. The results show that blood cell deformability – including both RBCs and leukocytes - in general is altered in ChAc patients compared to healthy donors. Therefore, this study shows for the first time an impairment of leukocyte properties in ChAc. During treatment with dasatinib or lithium, we observe alterations in RBC deformability and a stiffness increase for leukocytes. The hematological phenotype of ChAc patients hints at a reorganization of the cytoskeleton in blood cells which partly explains the altered mechanical properties observed here. These findings highlight the need for a systematic assessment of the contribution of impaired blood cell mechanics to the clinical manifestation of ChAc.