Abstract Excessive inflammatory responses induced upon SARS-CoV-2 infection are associated with severe symptoms of COVID-19. Inflammasomes activated in response to SARS-CoV-2 infection are also associated with COVID-19 severity. Here, we show a distinct mechanism by which SARS-CoV-2 N protein promotes NLRP3 inflammasome activation to induce hyperinflammation. N protein facilitates maturation of proinflammatory cytokines and induces proinflammatory responses in cultured cells and mice. Mechanistically, N protein interacts directly with NLRP3 protein, promotes the binding of NLRP3 with ASC, and facilitates NLRP3 inflammasome assembly. More importantly, N protein aggravates lung injury, accelerates death in sepsis and acute inflammation mouse models, and promotes IL-1β and IL-6 activation in mice. Notably, N-induced lung injury and cytokine production are blocked by MCC950 (a specific inhibitor of NLRP3) and Ac-YVAD-cmk (an inhibitor of caspase-1). Therefore, this study reveals a distinct mechanism by which SARS-CoV-2 N protein promotes NLRP3 inflammasome activation and induces excessive inflammatory responses.

Abstract Dengue virus (DENV) is a mosquito-borne pathogen that causes a spectrum of diseases including life-threatening dengue hemorrhagic fever (DHF) and dengue shock syndrome (DSS). Vascular leakage is a common clinical crisis in DHF/DSS patients which is closely associated with increased endothelial permeability. The presence of vascular leakage causes hypotension, circulatory failure or disseminated intravascular coagulation as the disease progresses, which can lead to death under such conditions. However, the mechanisms by which DENV infection caused the vascular leakage are not fully understood. This study reveals a distinct mechanism by which DENV induces endothelial permeability and vascular leakage in human endothelial cells and mice tissues. We initially show that DENV2 promotes the matrix metalloproteinase-9 (MMP-9) expression and secretion in DHF patient serum, peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) and macrophages, and further reveal that DENV non-structural protein 1 (NS1) induces MMP-9 expression through activating the nuclear factor κB (NF-κB) signaling pathway. Additionally, NS1 inhibits TIMP-1 expression to facilitates the MMP-9 enzymatic activity which alters the adhesion and tight junctions and vascular leakage in human endothelial cells and mouse tissues. Moreover, NS1 recruits MMP-9 to interact with β-catenin and Zona occludins protein-1/2 to degrade the important adhesion and tight junction proteins, thereby inducing endothelial hyperpermeability and vascular leakage in human endothelial cells and mouse tissues. Thus, we reveal that DENV NS1 and MMP-9 cooperatively induce vascular leakage by impairing endothelial cell adhesion and tight junction, and suggest that MMP-9 may serve as a potential target for the treatment of hypovolemia in DSS/DHF patients. Author Summary DENV is the most common mosquito-transmitted viral pathogen in humans. In general, DENV-infected patients are either asymptomatic or have flu-like symptoms with fever and rash. However, in severe cases of DENV infection, the disease may progress to dengue hemorrhagic fever (DHF) or dengue shock syndrome (DSS), the leading causes of morbidity and mortality in school-age children in tropical and subtropical regions. DENV-induced vascular leakage is characterized by enhanced vascular permeability without morphological damage to the capillary endothelium. We found that a distinct mechanism of DENV NS1 and MMP-9 cooperatively induce vascular leakage is the main reason leading to death in severe dengue patients. Also, NS1 recruits MMP-9 to degrade β-catenin, ZO-1, ZO-2 to intervene endothelial hyperpermeability in human endothelial cells and mouse vascular. Finally, we reveal that DENV activating NF-κB signaling pathway induces MMP-9 expression, in patients, mice, PBMC and macrophages though the viral NS1 protein. This study would provide new in signs into the pathogenesis caused by DENV infection, and suggest that MMP-9 may acts as a drug target for the prevention and treatment of DENV-associated diseases.

Activation of the NLRP3 inflammasome is a key process of host immune response, the first line of defense against cellular stresses and pathogen infections. However, excessive inflammasome activation damages the hosts, and thus it must be precisely controlled. The mechanism underlying the repression of systematic inflammasome activation remains largely unknown. This study reveals that CUL1, a key component of the SCF E3 ligase, plays a critical role in regulation of the inflammasome. CUL1 suppresses the inflammasome activation in HEK293T cells, inhibits endogenous NLRP3 in macrophages, and represses inflammatory responses in C57BL/6 mice. Under normal physiological conditions, CUL1 interacts with NLRP3 to disrupt the inflammasome assembly, and catalyzes NLRP3 ubiquitination to repress the inflammasome activation. In response to inflammatory stimuli, CUL1 disassociates from NLRP3 to release the repression of NLRP3 inflammasome activation. This work reveals a distinct mechanism underlying the repression of inflammasome activation under physiological conditions and the induction of inflammasome activation in response to inflammatory stimuli, and thus provides insights into the prevention and treatment of infectious and inflammatory diseases.

One of the fundamental reactions of the innate immune responses to pathogen infection is the release of pro-inflammatory cytokines, including IL-1β, processed by the NLRP3 inflammasome. STING is essential for innate immune responses and inflammasome activation. Here we reveal a distinct mechanism by which STING regulates the NLRP3 inflammasome activation, IL-1β secretion, and inflammatory responses in human cell lines, mice primary cells, and mice. Interestingly, upon HSV-1 infection and cytosolic DNA stimulation, STING binds to NLRP3 and promotes the inflammasome activation through two approaches. First, STING recruits NLRP3 and promotes NLRP3 translocation to the endoplasmic reticulum, thereby facilitating the inflammasome formation. Second, STING interacts with NLRP3 and removes K48- and K63-linked polyubiquitination of NLRP3, thereby promoting the inflammasome activation. Collectively, we demonstrate that the cGAS-STING-NLRP3 signaling is essential for host defense against DNA virus infection.

The stimulation of P2X7 receptor by extracellular ATP leads to activation of NLRP3 inflammasome and release of pro-inflammatory cytokines. Here, we reveal a distinct mechanism by which Paxillin promotes ATP-induced activation of P2X7 receptor and NLRP3 inflammasome. Extracellular ATP induces Paxillin phosphorylation and facilitates Paxillin-NLRP3 interaction. Interestingly, Paxillin enhances NLRP3 deubiquitination and activates NLRP3 inflammasome upon ATP treatment and K+ efflux. Moreover, we reveal that UPS13 is a key enzyme for Paxillin-mediated NLRP3 deubiquitination upon ATP treatment. Notably, extracellular ATP promotes Paxillin and NLRP3 migration from cytosol to plasma membrane and facilitates P2X7-Paxillin interaction and Paxillin-NLRP3 association, resulting in the formation of P2X7-Paxillin-NLRP3 complex. Functionally, Paxillin is essential for ATP-induced NLRP3 inflammasome activation in mouse BMDMs and BMDCs as we as in human PBMCs and THP-1-differentiated macrophages. Thus, Paxillin plays key roles in ATP-induced activation of P2X7 receptor and NLRP3 inflammasome by facilitating the formation of the P2X7-Paxillin-NLRP3 complex.