A bstract Motivation The MS2-McP (MS2 coat protein) live imaging system allows for visualisation of transcription dynamics through the introduction of hairpin stem-loop sequences into a gene. A fluorescent signal at the site of nascent transcription in the nucleus quantifies mRNA production. computational modelling can be used to infer the promoter states along with the kinetic parameters governing transcription, such as promoter switching frequency and polymerase loading rate. However, modelling of the fluorescent trace presents a challenge due its persistence; the observed fluorescence at a given time point depends on both current and previous promoter states. A memory-adjusted Hidden Markov Model (mHMM) was recently introduced to allow inference of promoter activity from MS2-McP data. However, the computational time for inference scales exponentially with gene length and the mHMM is therefore not currently practical for application to many eukaryotic genes. Results We present a scalable implementation of the mHMM for fast inference of promoter activity and transcriptional kinetic parameters. This new method can model genes of arbitrary length through the use of a time-adaptive truncated compound state space. The truncated state space provides a good approximation to the full state space by retaining the most likely set of states at each time during the forward pass of the algorithm. Testing on MS2-MCP fluorescent data collected from early Drosophila melanogaster embryos indicates that the method provides accurate inference of kinetic parameters within a computationally feasible timeframe. The inferred promoter traces generated by the model can also be used to infer single-cell transcriptional parameters. Availability Python implementation available at https://github.com/ManchesterBioinference/burstInfer , along with code to reproduce the examples presented here.

Abstract Regulation of mRNA degradation is critical for a diverse array of cellular processes and developmental cell fate decisions. Many methods for determining mRNA half-lives rely on transcriptional inhibition or metabolic labelling. Here we use a non-invasive method for estimating half-lives for hundreds of mRNAs in the early Drosophila embryo. This approach uses the intronic and exonic reads from a total RNA-seq time series and Gaussian process regression to model the dynamics of premature and mature mRNAs. We show how regulation of mRNA stability is used to establish a range of mature mRNA dynamics during embryogenesis, despite shared transcription profiles. Using single molecule imaging we provide evidence that, for the mRNAs tested, there is a correlation between short half-life and mRNA association with P-bodies. Moreover, we detect an enrichment of mRNA 3’ ends in P-bodies in the early embryo, consistent with 5’ to 3’ degradation occurring in P-bodies for at least a subset of mRNAs. We discuss our findings in relation to recently published data suggesting that the primary function of P-bodies in other biological contexts is mRNA storage.

Live imaging of transcription in the Drosophila embryo using the MS2 or PP7 systems is transforming our understanding of transcriptional regulation. However, insertion of MS2/PP7 stem loops into endogenous genes requires laborious CRISPR genome editing. Here we exploit the previously described Minos-mediated integration cassette (MiMIC) transposon system in Drosophila to establish a method for simply and rapidly inserting MS2/PP7 cassettes into any of the thousands of genes carrying a MiMIC insertion. In addition to generating a variety of stem loop donor fly stocks, we have made new stocks expressing the complementary coat proteins fused to different fluorescent proteins. We show the utility of this MiMIC-based approach by MS2/PP7 tagging and live imaging transcription of endogenous genes and the long non-coding RNA, roX1 , in the embryo. We also present live transcription data from larval brains, the wing disc and ovary, thereby extending the tissues that can be studied using the MS2/PP7 system. Overall, this first high throughput method for tagging mRNAs in Drosophila will facilitate the study of transcription dynamics of thousands of endogenous genes in a range of Drosophila tissues.

Summary Dosage compensation, the balancing of X linked gene expression between sexes and to the autosomes, is critical to an organism’s fitness and survival. In Drosophila , dosage compensation involves hypertranscription of the male X chromosome. Here we use quantitative live imaging and modelling at single-cell resolution to determine the mechanism underlying X chromosome dosage compensation in Drosophila . We show that the four X chromosome genes studied undergo transcriptional bursting in male and female embryos. Mechanistically our data reveal that transcriptional upregulation of male X chromosome genes is primarily mediated by a higher RNA polymerase II initiation rate and burst amplitude across the expression domain. In contrast, burst frequency is spatially modulated in nuclei within the expression domain in response to different transcription factor concentrations to tune the transcriptional response. Together, these data show how the local and global regulation of distinct burst parameters establish the complex transcriptional outputs underpinning developmental patterning.

Abstract The Hunchback (Hb) transcription factor is critical for anterior-posterior patterning of the Drosophila embryo. Despite the maternal hb mRNA acting as a paradigm for translational regulation, due to its repression in the posterior of the embryo, little is known about the translatability of zygotically transcribed hb mRNAs. Here we adapt the SunTag system, developed for imaging translation at single mRNA resolution in tissue culture cells, to the Drosophila embryo to study the translation dynamics of zygotic hb mRNAs. Using singlemolecule imaging in fixed and live embryos, we provide evidence for translational repression of zygotic SunTag-hb mRNAs. While the proportion of SunTag-hb mRNAs translated is initially uniform, translation declines from the anterior over time until it becomes restricted to a posterior band in the expression domain. We discuss how regulated hb mRNA translation may help establish the sharp Hb expression boundary, which is a model for precision and noise during developmental patterning. Overall, our data show how use of the SunTag method on fixed and live embryos is a powerful combination for elucidating spatiotemporal regulation of mRNA translation in Drosophila .

Morphogen gradients specify cell fates during development, with a classic example being the BMP gradient’s conserved role in embryonic dorsal-ventral axis patterning. Here we use quantitative imaging and computational modelling to determine how the BMP gradient is interpreted at single-cell resolution in the Drosophila embryo. We show that BMP signalling levels are decoded by modulating promoter occupancy, the time the promoter is active, predominantly through regulating the promoter activation rate. As a result, graded mRNA numbers are detected for BMP target genes in cells across their expression domains. Introducing a heterologous promoter into a BMP target gene changes burst amplitude but not promoter occupancy suggesting that, while the promoter sequence controls amplitude, occupancy depends on the amount of BMP signal decoded by the enhancer. We provide evidence that graded mRNA output is a general feature of morphogen gradient interpretation and discuss how this can impact on cell fate decisions.

Live imaging of transcription in the Drosophila embryo using the MS2 or PP7 systems is transforming our understanding of transcriptional regulation. However, insertion of MS2/PP7 stem loops into endogenous genes requires laborious CRISPR genome editing. Here we exploit the previously described Minos-mediated integration cassette (MiMIC) transposon system in Drosophila to establish a method for simply and rapidly inserting MS2/PP7 cassettes into any of the thousands of genes carrying a MiMIC insertion. In addition to generating a variety of stem loop donor fly stocks, we have made new stocks expressing the complementary coat proteins fused to different fluorescent proteins. We show the utility of this MiMIC-based approach by MS2/PP7 tagging and live imaging transcription of endogenous genes and the long non-coding RNA, roX1, in the embryo. We also present live transcription data from larval brains, the wing disc and ovary, thereby extending the tissues that can be studied using the MS2/PP7 system. Overall, this first high throughput method for tagging mRNAs in Drosophila will facilitate the study of transcription dynamics of thousands of endogenous genes in a range of Drosophila tissues.

In the Drosophila ovarian germline, BMP signals released by niche cells promote germline stem cell (GSC) maintenance. Although BMP signaling is known to repress expression of a key differentiation factor, it remains unclear whether BMP-responsive transcription also contributes positively to GSC identity. Here, we identify the GSC transcriptome using RNA-seq, including the BMP-induced transcriptional network. Based on these data, we provide evidence that GSCs form two types of cellular projections. Genetic manipulation and live ex vivo imaging reveal that both classes of projection allow GSCs to access a reservoir of Dpp held away from the GSC-niche interface. Moreover, microtubule-rich projections, termed cytocensors, form downstream of BMP and have additional functionality, which is to attenuate BMP signaling. In this way cytocensors allow dynamic modulation of signal transduction to facilitate differentiation following GSC division. This ability of cytocensors to attenuate the signaling response expands the repertoire of functions associated with signaling projections.