Background— Significant evidence indicates that the failing heart is energy starved. During the development of heart failure, the capacity of the heart to utilize fatty acids, the chief fuel, is diminished. Identification of alternate pathways for myocardial fuel oxidation could unveil novel strategies to treat heart failure. Methods and Results— Quantitative mitochondrial proteomics was used to identify energy metabolic derangements that occur during the development of cardiac hypertrophy and heart failure in well-defined mouse models. As expected, the amounts of proteins involved in fatty acid utilization were downregulated in myocardial samples from the failing heart. Conversely, expression of β-hydroxybutyrate dehydrogenase 1, a key enzyme in the ketone oxidation pathway, was increased in the heart failure samples. Studies of relative oxidation in an isolated heart preparation using ex vivo nuclear magnetic resonance combined with targeted quantitative myocardial metabolomic profiling using mass spectrometry revealed that the hypertrophied and failing heart shifts to oxidizing ketone bodies as a fuel source in the context of reduced capacity to oxidize fatty acids. Distinct myocardial metabolomic signatures of ketone oxidation were identified. Conclusions— These results indicate that the hypertrophied and failing heart shifts to ketone bodies as a significant fuel source for oxidative ATP production. Specific metabolite biosignatures of in vivo cardiac ketone utilization were identified. Future studies aimed at determining whether this fuel shift is adaptive or maladaptive could unveil new therapeutic strategies for heart failure.

gamma-Secretase is a membrane-associated protease that cleaves within the transmembrane region of amyloid precursor protein to generate the C termini of the two Abeta peptide isoforms, Abeta40 and Abeta42. Here we report the detergent solubilization and partial characterization of gamma-secretase. The activity of solubilized gamma-secretase was measured with a recombinant substrate, C100Flag, consisting largely of the C-terminal fragment of amyloid precursor protein downstream of the beta-secretase cleavage site. Cleavage of C100Flag by gamma-secretase was detected by electrochemiluminescence using antibodies that specifically recognize the Abeta40 or Abeta42 termini. Incubation of C100Flag with HeLa cell membranes or detergent-solubilized HeLa cell membranes generates both the Abeta40 and Abeta42 termini. Recovery of catalytically competent, soluble gamma-secretase critically depends on the choice of detergent; CHAPSO (3-[(3-cholamidopropyl)dimethylammonio]-2-hydroxy-1-propanesulfonate) but not Triton X-100 is suitable. Solubilized gamma-secretase activity is inhibited by pepstatin and more potently by a novel aspartyl protease transition-state analog inhibitor that blocks formation of Abeta40 and Abeta42 in mammalian cells. Upon gel exclusion chromatography, solubilized gamma-secretase activity coelutes with presenilin 1 (PS1) at an apparent relative molecular weight of approximately 2.0 x 10(6). Anti-PS1 antibody immunoprecipitates gamma-secretase activity from the solubilized gamma-secretase preparation. These data suggest that gamma-secretase activity is catalyzed by a PS1-containing macromolecular complex.

Abstract Aims/Hypothesis Insulin resistance and blunted mitochondrial capacity in skeletal muscle are often synonymous; however, this association remains controversial. The aim of this study was to perform an in-depth multi-factorial comparison of skeletal muscle mitochondrial capacity between individuals who were lean and active (Active), individuals with obesity (Obese) and individuals with Obesity, insulin resistance and type 2 diabetes (T2D). Methods Skeletal muscle biopsies were obtained from the Vastus Lateralis of individuals who were lean and active (Active- n = 9), individuals with obesity (Obese- n = 9) and individuals with obesity insulin resistance and T2D (T2D- n =22) in this cross-sectional design. Mitochondrial capacity was assessed by ex vivo mitochondrial respiration with fatty-acid and glycolytic supported protocols adjusted for mitochondrial content (mtDNA and citrate synthase activity). Supercomplex assembly was measured by BN-PAGE and immunoblot. TCA cycle intermediates were assessed with targeted metabolomics. Exploratory transcriptomics and DNA methylation analyses were performed to uncover molecular differences affecting mitochondrial function among the three groups. Results Active had greater mitochondrial capacity compared to both Obese and T2D for ex vivo mitochondrial respiration with fatty-acid and glycolytic supported protocols adjusted for mitochondrial content ( P < 0.05). Complex IV supercomplex assembley was greater in Active compared to Obese and T2D ( P < 0.05) whereas Complex I and III supercomplex assembly was greater in Active compared to T2D only ( P < 0.05). TCA cycle intermediates; citrate, succinate, fumarate and malate were all significantly greater in Active compared to Obese and T2D ( P < 0.05). Strikingly, Obese and T2D do not differ in any of the skeletal muscle mitochondrial measurements. Active had an upregulation of genes related to respiration/mitochondrial capacity compared to both Obese and T2D. Transcriptional differences between Obese and T2D were not driven by mitochondrial related process. Active had reduced methylation correlated with increased gene expression for important mitochondrial-related genes, including ATP5PD and MFN2 . Conclusions/Interpretations We reveal no discernable differences in skeletal muscle mitochondrial content, mitochondrial capacity and mitochondrial molecular profiles between obese individuals with and without T2D that had comparable levels of confounding factors (BMI, age, aerobic capacity) that affect mitochondrial capacity. We highlight that lean, active individuals have enhanced skeletal muscle mitochondrial capacity that is also reflected at the level of DNA methylation and gene transcription. The collective observation of comparable muscle mitochondrial capacity in individuals with obesity and T2D (vs. individuals without T2D) underscores a dissociation from skeletal muscle insulin resistance. Clinical trial number NCT0191110

Abstract The bioavailability of nicotinamide adenine dinucleotide (NAD) is vital for skeletal muscle health, yet the mechanisms or signals regulating NAD homeostasis remain unclear. Here, we uncover a pathway connecting peripheral glucose sensing to the modulation of muscle NAD through TAS1R2, the sugar-sensing G protein-coupled receptor (GPCR) initially identified in taste perception. Muscle TAS1R2 receptor stimulation by glucose and other agonists induces ERK1/2-dependent phosphorylation and activation of poly(ADP-ribose) polymerase1 (PARP1), a major NAD consumer in skeletal muscle. Consequently, muscle-specific deletion of TAS1R2 (mKO) in male mice suppresses PARP1 activity, elevating NAD levels and enhancing mitochondrial capacity and running endurance. Plasma glucose levels negatively correlate with muscle NAD, and TAS1R2 receptor deficiency enhances NAD responses across the glycemic range, implicating TAS1R2 as a peripheral energy surveyor. These findings underscore the role of GPCR signaling in NAD regulation and propose TAS1R2 as a potential therapeutic target for maintaining muscle health.

The progression of age-related sarcopenia can be accelerated by impaired recovery of muscle mass following periods of disuse due to illness or immobilization. The molecular underpinnings of poor recovery of aging muscle following disuse remain largely unknown. However, recent evidence suggests that mitochondrial energetics may play an important role. Here, we report that 22-24 month old mice with low muscle mass and insulin resistance display poor early recovery of muscle mass following 10 days of hind limb unloading. We took an unbiased approach to identify changes in energy metabolism gene expression and metabolite pools and show for the first time that persistent mitochondrial dysfunction, dysregulated fatty acid β-oxidation and elevated H2O2 emission underlie poor early recovery of muscle mass following a period of disuse in old mice. Importantly, this is linked to more severe whole-body insulin resistance. The findings suggest that muscle fuel metabolism and mitochondrial energetics should be a focus for mining therapeutic targets to improve recovery of muscle mass following periods of disuse in older animals.

Abstract Cellular metabolic dysregulation is a consequence of COVID-19 infection that is a key determinant of disease severity. To understand the mechanisms underlying these cellular changes, we performed high-dimensional immune cell profiling of PBMCs from COVID-19-infected patients, in combination with single cell transcriptomic analysis of COVID-19 BALFs. Hypoxia, a hallmark of COVID-19 ARDS, was found to elicit a global metabolic reprogramming in effector lymphocytes. In response to oxygen and nutrient-deprived microenvironments, these cells shift from aerobic respiration to increase their dependence on anaerobic processes including glycolysis, mitophagy, and glutaminolysis to fulfill their bioenergetic demands. We also demonstrate metabolic dysregulation of ciliated lung epithelial cells is linked to significant increase of proinflammatory cytokine secretion and upregulation of HLA class 1 machinery. Augmented HLA class-1 antigen stimulation by epithelial cells leads to cellular exhaustion of metabolically dysregulated CD8 and NK cells, impairing their memory cell differentiation. Unsupervised clustering techniques revealed multiple distinct, differentially abundant CD8 and NK memory cell states that are marked by high glycolytic flux, mitochondrial dysfunction, and cellular exhaustion, further highlighting the connection between disrupted metabolism and impaired memory cell function in COVID-19. Our findings provide novel insight on how SARS-CoV-2 infection affects host immunometabolism and anti-viral response during COVID-19. Graphical Abstract Highlights Hypoxia and anaerobic glycolysis drive CD8, NK, NKT dysfunction Hypoxia and anaerobic glycolysis impair memory differentiation in CD8 and NK cells Hypoxia and anaerobic glycolysis cause mitochondrial dysfunction in CD8, NK, NKT cells