Transcriptional enhancers orchestrate cell-type-specific gene expression programs, but how they convey signal-activated transcriptional responses remains poorly understood. Here, the cell-lineage-specific transcription factor FoxA1 is shown to both facilitate and restrict the androgen receptor to act on distinct classes of enhancers. Lowered levels of FoxA1, such as those found in prostate cancer, can reprogram the hormonal response by causing a switch in androgen receptor binding to a set of pre-established, functional enhancers that are marked by enhancer-derived non-coding RNAs (eRNAs). This work points to the existence of a large repository of active enhancers that can be tuned to allow alternative gene expression programs in normal cell development and in disease progression. Mammalian genomes are populated with thousands of transcriptional enhancers that orchestrate cell-type-specific gene expression programs1,2,3,4, but how those enhancers are exploited to institute alternative, signal-dependent transcriptional responses remains poorly understood. Here we present evidence that cell-lineage-specific factors, such as FoxA1, can simultaneously facilitate and restrict key regulated transcription factors, exemplified by the androgen receptor (AR), to act on structurally and functionally distinct classes of enhancer. Consequently, FoxA1 downregulation, an unfavourable prognostic sign in certain advanced prostate tumours, triggers dramatic reprogramming of the hormonal response by causing a massive switch in AR binding to a distinct cohort of pre-established enhancers. These enhancers are functional, as evidenced by the production of enhancer-templated non-coding RNA (eRNA5) based on global nuclear run-on sequencing (GRO-seq) analysis6, with a unique class apparently requiring no nucleosome remodelling to induce specific enhancer–promoter looping and gene activation. GRO-seq data also suggest that liganded AR induces both transcription initiation and elongation. Together, these findings reveal a large repository of active enhancers that can be dynamically tuned to elicit alternative gene expression programs, which may underlie many sequential gene expression events in development, cell differentiation and disease progression.

Multiple enzymatic activities are required for transcriptional initiation. The enzyme DNA topoisomerase II associates with gene promoter regions and can generate breaks in double-stranded DNA (dsDNA). Therefore, it is of interest to know whether this enzyme is critical for regulated gene activation. We report that the signal-dependent activation of gene transcription by nuclear receptors and other classes of DNA binding transcription factors, including activating protein 1, requires DNA topoisomerase IIβ-dependent, transient, site-specific dsDNA break formation. Subsequent to the break, poly(adenosine diphosphate–ribose) polymerase–1 enzymatic activity is induced, which is required for a nucleosome-specific histone H1–high-mobility group B exchange event and for local changes of chromatin architecture. Our data mechanistically link DNA topoisomerase IIβ–dependent dsDNA breaks and the components of the DNA damage and repair machinery in regulated gene transcription.

Nuclear receptors undergo ligand-dependent conformational changes that are required for corepressor-coactivator exchange, but whether there is an actual requirement for specific epigenetic landmarks to impose ligand dependency for gene activation remains unknown. Here we report an unexpected and general strategy that is based on the requirement for specific cohorts of inhibitory histone methyltransferases (HMTs) to impose gene-specific gatekeeper functions that prevent unliganded nuclear receptors and other classes of regulated transcription factors from binding to their target gene promoters and causing constitutive gene activation in the absence of stimulating signals. This strategy, based at least in part on an HMT-dependent inhibitory histone code, imposes a requirement for specific histone demethylases, including LSD1, to permit ligand- and signal-dependent activation of regulated gene expression. These events link an inhibitory methylation component of the histone code to a broadly used strategy that circumvents pathological constitutive gene induction by physiologically regulated transcription factors.

Mutations in the PHF8 gene, which encodes the plant homeo domain (PHD) finger protein 8, are connected to X-linked mental retardation associated with cleft lip and cleft palate. Two groups now report that the PHF8 protein is a histone demethylase with activity against H4K20me1 (histone H4 lysine 20). Qi et al. report a role for PHF8 in regulating gene expression, as well as in neuronal cell survival and craniofacial development in zebrafish. The results suggest there may be a link between histone methylation dynamics and X-linked mental retardation. Liu et al. show that PHF8 is linked to two distinct events during cell-cycle progression. PHF8 is recruited to the promoters of G1/S-phase genes where it removes H4K20me1 and contributes to gene activation, whereas dissociation of PHF8 from chromatin in prophase allows H4K20me1 to accumulate during mitosis. These authors show that the JmjC domain-containing protein PHF8 has histone demethylase activity against H4K20me1 and is linked to two distinct events during cell cycle progression. PHF8 is recruited to the promoters of genes involved in the G1–S phase transition, where it removes H4K20me1 and contributes to gene activation, whereas dissociation of PHF8 from chromatin in prophase allows H4K20me1 to accumulate during mitosis. While reversible histone modifications are linked to an ever-expanding range of biological functions1,2,3,4,5, the demethylases for histone H4 lysine 20 and their potential regulatory roles remain unknown. Here we report that the PHD and Jumonji C (JmjC) domain-containing protein, PHF8, while using multiple substrates, including H3K9me1/2 and H3K27me2, also functions as an H4K20me1 demethylase. PHF8 is recruited to promoters by its PHD domain based on interaction with H3K4me2/3 and controls G1–S transition in conjunction with E2F1, HCF-1 (also known as HCFC1) and SET1A (also known as SETD1A), at least in part, by removing the repressive H4K20me1 mark from a subset of E2F1-regulated gene promoters. Phosphorylation-dependent PHF8 dismissal from chromatin in prophase is apparently required for the accumulation of H4K20me1 during early mitosis, which might represent a component of the condensin II loading process. Accordingly, the HEAT repeat clusters in two non-structural maintenance of chromosomes (SMC) condensin II subunits, N-CAPD3 and N-CAPG2 (also known as NCAPD3 and NCAPG2, respectively), are capable of recognizing H4K20me1, and ChIP-Seq analysis demonstrates a significant overlap of condensin II and H4K20me1 sites in mitotic HeLa cells. Thus, the identification and characterization of an H4K20me1 demethylase, PHF8, has revealed an intimate link between this enzyme and two distinct events in cell cycle progression.

Abstract MEF2C has been shown to be a critical transcription factor for neurodevelopment, whose loss-of-function mutation in humans results in MEF2C haploinsufficiency syndrome (MHS), a severe form of autism spectrum disorder (ASD)/intellectual disability (ID). Here, we use patient hiPSC-derived cerebrocortical neurons and cerebral organoids to characterize MHS deficits. Unexpectedly, we found an aberrant micro-RNA-mediated gliogenesis pathway that contributes to decreased neurogenesis. We also demonstrate network-level hyperexcitability in neurons, as evidenced by excessive synaptic and extrasynaptic activity contributing to excitatory/inhibitory (E/I) imbalance. Notably, the extrasynaptic NMDA receptor antagonist, NitroSynapsin, corrects this aberrant electrical activity associated with abnormal phenotypes. During neurodevelopment, MEF2C regulates many ASD-associated gene networks suggesting that our approach may lead to personalized therapy for multiple forms of ASD. One sentence summary Autism-like MEF2C +/- patient hiPSC models show miRNA-mediated overproduction of astrocytes and hyperactivity of neurons.

In the human genome, heterozygous sites are genomic positions with different alleles inherited from each parent. On average, there is a heterozygous site every 1-2 kilobases (kb). Resolving whether two alleles in neighboring heterozygous positions are physically linked-that is, phased-is possible with a short-read sequencer if the sequencing library captures long-range information. TELL-Seq is a library preparation method based on millions of barcoded micro-sized beads that enables instrument-free phasing of a whole human genome in a single PCR tube. TELL-Seq incorporates a unique molecular identifier (barcode) to the short reads generated from the same high-molecular-weight (HMW) DNA fragment (known as 'linked-reads'). However, genome-scale TELL-Seq is not cost-effective for applications focusing on a single locus or a few loci. Here, we present an optimized TELL-Seq protocol that enables the cost-effective phasing of enriched loci (targets) of varying sizes, purity levels, and heterozygosity. Targeted TELL-Seq maximizes linked-read efficiency and library yield while minimizing input requirements, fragment collisions on microbeads, and sequencing burden. To validate the targeted protocol, we phased seven 180-200 kb loci enriched by CRISPR/Cas9-mediated excision coupled with pulse-field electrophoresis, four 20 kb loci enriched by CRISPR/Cas9-mediated protection from exonuclease digestion, and six 2-13 kb loci amplified by PCR. The selected targets have clinical and research relevance (BRCA1, BRCA2, MLH1, MSH2, MSH6, APC, PMS2, SCN5A-SCN10A, and PKI3CA). These analyses reveal that targeted TELL-Seq provides a reliable way of phasing allelic variants within targets (2-200 kb in length) with the low cost and high accuracy of short-read sequencing.

ABSTRACT Recent advances in barcoding technologies have significantly enhanced the scalability of single-cell genomic experiments. However, large-scale experiments are still rare due to high costs, complex logistics, and laborintensive procedures. To facilitate the routine application of the largest scalability, it is critical to simplify the production and use of barcoding reagents. Here, we introduce AmpliDrop, a technology that initiates the barcoding process using a pool of inexpensive single-copy barcodes and integrates barcode multiplicity generation with tagging of cellular content into a single reaction driven by DNA polymerase during library preparation. The barcoding reactions are compartmentalized using an electronic pipette or a robotic or standalone liquid handling system. These innovations eliminate the need for barcoded beads and complex combinatorial indexing workflows and provide flexibility for a wide range of scales and tube formats, as well as compatibility with automation. We show that AmpliDrop is capable of capturing transcriptomes and chromatin accessibility, and it can also be adapted for user-customized applications, including antibody-based protein detection, bacterial or viral DNA detection, and CRISPR perturbations without dual guide RNA-expression vectors. We validated AmpliDrop by investigating the influence of short-term static culturing on cell composition in human forebrain organoids, revealing metabolic reprogramming in lineage progenitors.