The oomycete Phytophthora infestans is one of the most destructive phytopathogens globally. It has a proven ability to adapt to changing environments rapidly; however, molecular mechanisms responsible for host invasion and adaptation to new environmental conditions still need to be explored. The study aims to understand the epigenetic mechanisms exploited by P. infestans in response to nitrosative stress conditions created by the (micro)environment and the host plant. To characterize reactive nitrogen species (RNS)-dependent acetylation profiles in avirulent/virulent (avr/vr) P. infestans, a transient gene expression, ChIP and immunoblot analyses, and nitric oxide (NO) emission by chemiluminescence were used in combination with the pharmacological approach. Nitrosative stress increased total H3/H4 acetylation and some histone acetylation marks, mainly in sporulating hyphae of diverse (avr/vr) isolates and during potato colonization. These results correlated with transcriptional up-regulation of acetyltransferases PifHAC3 and PifHAM1, catalyzing H3K56 and H4K16 acetylation, respectively. NO or peroxynitrite-mediated changes were also associated with H3K56 and H4K16 mark deposition on the critical pathogenicity-related gene promoters (CesA1, CesA2, CesA3, sPLD-like1, Hmp1, and Avr3a) elevating their expression. Our study highlights RNS-dependent transcriptional reprogramming via histone acetylation of essential gene expression in the sporulating and biotrophic phases of plant colonization by P. infestans as a tool promoting its evolutionary plasticity.

ABSTRACT MicroRNAs are small, non-coding RNA molecules that regulate expression of their target genes. The MIR444 gene family is present exclusively in monocotyledons, and microRNAs444 from this family have been shown to target certain MADS-box transcription factors in rice and barley. We identified three barley MIR444 ( MIR444a / b / c ) genes and comprehensively characterized their structure and the processing pattern of the primary transcripts (pri-miRNAs444). Pri-microRNAs444 undergo extensive alternative splicing, by which functional and non-functional pri-miRNA444 isoforms are generated. We show that barley pri-miRNAs444 contain numerous open reading frames (ORFs) whose transcripts associate with ribosomes. Using specific antibodies, we provide evidence that selected ORFs encoding PEP444a within MIR444a and PEP444c within MIR444c are expressed in barley plants. Moreover, we demonstrate that CRISPR-associated endonuclease 9 (Cas9)-mediated mutagenesis of the PEP444c encoding sequence results in a decreased level of PEP444 transcript in barley shoots and roots, and a 5-fold reduced level of mature microRNA444c in roots. Taken together, our observations suggest that PEP444c encoded by the MIR444c gene is involved in microRNA444c biogenesis in barley.

Through extensive research, nitroxyl (HNO) has emerged as a newly recognized redox signal in plant developmental and stress responses. The interplay between nitric oxide (●NO) and HNO entails a complex network of signaling molecules and regulatory elements sensitive to the environment's specific redox conditions. However, functional implications for HNO in cell signaling require more detailed studies, starting with identifying HNO-level switches. To obtain insight into possible physiologically relevant HNO modulators, we examined via real-time detection the HNO/●NO production triggered by selected plant-related compounds (PRCs), including non-protein amino acids, antioxidants, and phytohormones both in vitro and in vivo in the model plant Arabidopsis thaliana. Hydrogen sulfide, ascorbic acid, and salicylic acid were identified as superior PRCs in driving HNO/●NO interconversion in the cellular medium so that these PRCs could provide ubiquitous bioavailability of HNO in plants. Meanwhile, resistance-inducing compounds tended to downregulate HNO in Arabidopsis leaves. The present study indicates that non-enzymatic HNO/●NO interconversion mediated by functionally important PRCs constitutes a significant route for controlling endogenous HNO levels, providing ubiquitous HNO bioavailability in plant cells. Moreover, concurrent HNO/●NO monitoring shows that the redox signals are highly integrated and create a redox code that can be translated into a specific cell response.