Molecular beacon DNA probes, containing 1-4 pyrene monomers on the 5' end and the quencher DABCYL on the 3' end, were engineered and employed for real-time probing of DNA sequences. In the absence of a target sequence, the multiple-pyrene labeled molecular beacons (MBs) assumed a stem-closed conformation resulting in quenching of the pyrene excimer fluorescence. In the presence of target, the beacons switched to a stem-open conformation, which separated the pyrene label from the quencher molecule and generated an excimer emission signal proportional to the target concentration. Steady-state fluorescence assays resulted in a subnanomolar limit of detection in buffer, whereas time-resolved signaling enabled low-nanomolar target detection in cell-growth media. It was found that the excimer emission intensity could be scaled by increasing the number of pyrene monomers conjugated to the 5' terminal. Each additional pyrene monomer resulted in substantial increases in the excimer emission intensities, quantum yields, and excited-state lifetimes of the hybridized MBs. The long fluorescence lifetime ( approximately 40 ns), large Stokes shift (130 nm), and tunable intensity of the excimer make this multiple-pyrene moiety a useful alternative to traditional fluorophore labeling in nucleic acid probes.

Amphipols (APols) are short amphipathic polymers that can substitute for detergents to keep integral membrane proteins (MPs) water soluble. In this review, we discuss their structure and solution behavior; the way they associate with MPs; and the structure, dynamics, and solution properties of the resulting complexes. All MPs tested to date form water-soluble complexes with APols, and their biochemical stability is in general greatly improved compared with MPs in detergent solutions. The functionality and ligand-binding properties of APol-trapped MPs are reviewed, and the mechanisms by which APols stabilize MPs are discussed. Applications of APols include MP folding and cell-free synthesis, structural studies by NMR, electron microscopy and X-ray diffraction, APol-mediated immobilization of MPs onto solid supports, proteomics, delivery of MPs to preexisting membranes, and vaccine formulation.

There has been significant interest in the prospects of chimeric antigen receptor (CAR) T-cell therapy in the treatment of solid malignancies, and multiple clinical trials are in progress 1 . However, the scope of these trials has been restricted by the lack of availability of tumorspecific targets to direct CAR binding. Tumor specificity is crucial as on-target off-tumor activation of CAR T-cells in healthy tissues can result in potentially lethal toxicities due to uncontrolled cytokine release syndrome 2 . Here we engineer a stringent hypoxia-sensing CAR T-cell system which achieves selective expression of a pan-ErbB-targeted CAR within a solid tumor, a microenvironment characterized by an inadequate oxygen supply. Using murine xenograft models, we demonstrate that despite widespread expression of ErbB receptors in healthy organs, the approach provides anti-tumor efficacy without off-tumor toxicity. This dynamic on/off oxygen-sensing safety switch has the potential to facilitate the unlimited expansion of the CAR T-cell target repertoire for treating solid malignancies.

Abstract Cyclic adenosine 3’,5’-monophosphate is an important second messenger molecule that regulates many downstream signaling pathways in cells. Detection of cAMP levels relies on screenings of cell lysates or the use of genetically encoded biosensors for detection in living cells. Genetically encoded biosensors are, however, primarily used for bioimaging and rarely in high-throughput screenings of potential drug candidates. Here, we describe a quantitative fluorescence-based imaging method based on measurements of single living cells. We used a genetically encoded Epac149 biosensor to investigate cAMP production in living cells following ligand stimulation. The study revealed a dependence of the measured cAMP levels on the expression level of the biosensor in transiently transfected cells. While the biosensor maintained linearity of the signal at high expression levels, the linearity of the biosensor was lost at lower expression levels due to a deficit of the biosensor compared to the maximum possible production of cAMP in the cells. This problem was circumvented by establishment of a stable cell line with constitutive expression of the biosensor. We established dose response curves by stimulation with the β 1 -adrenergic receptor partial agonist denopamine and observed up to 1.48-fold difference in the cellular response as well as up to 4.27-fold difference in LogEC 50 values between cells with insufficient and sufficient biosensor expression. Careful characterization and control of the biosensor expression is therefore important in order to conduct quantitative analysis of the cAMP production and it allows the use of genetically encoded biosensor to be applied in high-throughput screenings.

Summary Catecholamine-triggered β-adrenoceptor (β-AR) signaling is essential for the correct functioning of the heart. Although both β 1 - and β 2 -AR subtypes are expressed in cardiomyocytes, drugs selectively targeting β 1 -AR have proven this receptor as the main target for the therapeutic effects of beta blockers in heart. Here, we report a new strategy for the spatiotemporal control of β 1 -AR activation by means of light-regulated drugs with a high level of β 1 -/β 2 -AR selectivity. All reported molecules allow for an efficient real time optical control of receptor function in vitro. Moreover, using confocal microscopy we demonstrate that the binding of our best hit, pAzo-2, can be reversibly photocontrolled. Strikingly, pAzo-2 also enables a dynamic cardiac rhythm management on alive zebrafish larvae using light, thus highlighting the therapeutic and research potential of the developed photoswitches. Overall, this work provides the first proof of precise control of the therapeutic target β 1 -AR in native environments using light.

Abstract Biological systems are regulated by molecular interactions which are tuned by the concentrations of each of the molecules involved. Cells exploit this feature by regulating protein expression, to adapt their responses to overstimulation. Correlating events in single cells to the concentrations of proteins involved can therefore provide important mechanistic insight into cell behavior. Unfortunately, quantification of molecular densities by fluorescence imaging becomes non-trivial due to the diffraction limited resolution of the imaged volume. We show here an alternative approach to overcome this limitation in optical quantification of protein concentrations which is based on calibrating protein volume and surface densities in a model membrane system. We exploit the ability of fluorescently labeled annexin V to bind membranes in presence of calcium. By encapsulating known concentrations of annexin V, we can directly infer the membrane density of annexin V after addition of Ca2+ and correlate the density with the measured fluorescence signal. Our method, named Calmet, enables quantitative determination of the concentration of cytosolic and membrane associated proteins. The applicability of Calmet is demonstrated by quantification of a transmembrane protein receptor (beta 1 adrenergic receptor) labeled by SNAP tagged fluorophores and expressed in HEK293 cells. Calmet is a generic method suitable for the determination of a broad range of concentrations and densities and can be used on regular fluorescence images captured by confocal laser scanning microscopy.