Within the bone marrow, stem cells differentiate and give rise to diverse blood cell types and functions. Currently, hematopoietic progenitors are defined using surface markers combined with functional assays that are not directly linked with in vivo differentiation potential or gene regulatory mechanisms. Here, we comprehensively map myeloid progenitor subpopulations by transcriptional sorting of single cells from the bone marrow. We describe multiple progenitor subgroups, showing unexpected transcriptional priming toward seven differentiation fates but no progenitors with a mixed state. Transcriptional differentiation is correlated with combinations of known and previously undefined transcription factors, suggesting that the process is tightly regulated. Histone maps and knockout assays are consistent with early transcriptional priming, while traditional transplantation experiments suggest that in vivo priming may still allow for plasticity given strong perturbations. These data establish a reference model and general framework for studying hematopoiesis at single-cell resolution.

Opening and closing blood enhancers As cells develop and differentiate into different types, the shape and accessibility of their DNA can change. Lara-Astiaso et al. studied this phenomenon in blood. They developed a technique that examines a relatively small number of cells to identify the changes that affect DNA during blood development. They found that the DNA of noncoding regions, called enhancers, is set in an open position when cells are undifferentiated and able to take on a variety of roles and gradually closes as cells mature into their final forms. Science , this issue p. 943

In multicellular organisms, dedicated regulatory circuits control cell type diversity and responses. The crosstalk and redundancies within these circuits and substantial cellular heterogeneity pose a major research challenge. Here, we present CRISP-seq, an integrated method for massively parallel single-cell RNA sequencing (RNA-seq) and clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)-pooled screens. We show that profiling the genomic perturbation and transcriptome in the same cell enables us to simultaneously elucidate the function of multiple factors and their interactions. We applied CRISP-seq to probe regulatory circuits of innate immunity. By sampling tens of thousands of perturbed cells in vitro and in mice, we identified interactions and redundancies between developmental and signaling-dependent factors. These include opposing effects of Cebpb and Irf8 in regulating the monocyte/macrophage versus dendritic cell lineages and differential functions for Rela and Stat1/2 in monocyte versus dendritic cell responses to pathogens. This study establishes CRISP-seq as a broadly applicable, comprehensive, and unbiased approach for elucidating mammalian regulatory circuits.

Innate lymphoid cells (ILCs) are critical modulators of mucosal immunity, inflammation, and tissue homeostasis, but their full spectrum of cellular states and regulatory landscapes remains elusive. Here, we combine genome-wide RNA-seq, ChIP-seq, and ATAC-seq to compare the transcriptional and epigenetic identity of small intestinal ILCs, identifying thousands of distinct gene profiles and regulatory elements. Single-cell RNA-seq and flow and mass cytometry analyses reveal compartmentalization of cytokine expression and metabolic activity within the three classical ILC subtypes and highlight transcriptional states beyond the current canonical classification. In addition, using antibiotic intervention and germ-free mice, we characterize the effect of the microbiome on the ILC regulatory landscape and determine the response of ILCs to microbial colonization at the single-cell level. Together, our work characterizes the spectrum of transcriptional identities of small intestinal ILCs and describes how ILCs differentially integrate signals from the microbial microenvironment to generate phenotypic and functional plasticity.

ABSTRACT Cardiac fibroblasts have a central role during the ventricular remodeling process associated with different types of cardiac injury. Recent studies have shown that fibroblasts do not respond homogeneously to heart damage, suggesting that the adult myocardium may contain specialized fibroblast subgroups with specific functions. Due to the limited set of bona fide fibroblast markers, a proper characterization of fibroblast population dynamics in response to cardiac damage is still missing. Using single-cell RNA-seq, we identified and characterized a fibroblast subpopulation that emerges in response to myocardial infarction (MI) in a murine model. These activated fibroblasts exhibit a clear pro-fibrotic signature, express high levels of the hormone CTHRC1 and of the immunomodulatory co-receptor CD200 and localize to the injured myocardium. Combining epigenomic profiling with functional assays, we show Sox9 and the non-canonical TGF-β signaling as important regulators mediating their response to cardiac damage. We show that the absence of CTHRC1, in this activated fibroblast subpopulation, results in pronounced lethality due to ventricular rupture in a mouse model of myocardial infarction. Finally, we find evidence for the existence of similar mechanisms in a pig pre-clinical model of MI and establish a correlation between CTHRC1 levels and cardiac function after MI.

ABSTRACT Myelodysplastic syndromes (MDS) are hematopoietic stem cell (HSC) malignancies characterized by ineffective hematopoiesis, with increased incidence in elderly individuals. In this work, we analyzed the transcriptome of human HSCs purified from young and elderly healthy donors, as well as MDS patients, identifying transcriptional alterations following eight different patterns of expression. While aging-associated lesions seemed to predispose HSCs to myeloid transformation, disease-specific alterations may trigger MDS development. Among MDS-specific lesions, we detected the upregulation of the transcription factor DDIT3 . Overexpression of DDIT3 in human healthy HSCs induced an MDS-like transcriptional state, and a delay in erythropoiesis. Such effect was associated with downregulation of transcription factors required for normal erythropoiesis, and with a failure in the activation of their transcriptional programs. Moreover, DDIT3 knockdown in CD34 + cells from MDS patients with anemia was able to restore erythropoiesis. These results identify DDIT3 as a driver of dyserythropoiesis, and a potential therapeutic target to restore the inefficient erythropoiesis characterizing MDS patients. STATEMENT OF SIGNIFICANCE This study defines how human aging and MDS development are characterized by transcriptional alterations in HSCs that follow different patterns, some of which may contribute to myeloid transformation. Among them, we demonstrate how MDS-specific upregulation of DDIT3 in HSCs induces dyserythropoiesis, while its knockdown in HSPCs from MDS patients restores proper erythroid differentiation.