Intrahepatic cholangiocarcinoma (ICC) is the second most common primary malignancy in the liver. ICC has been classified as a malignant tumor arising from cholangiocytes; however, the co-occurrence of ICC and viral hepatitis suggests that ICC originates in hepatocytes. In order to determine the cellular origin of ICC, we used a mouse model of ICC in which hepatocytes and cholangiocytes were labeled with heritable, cell type–specific reporters. Our studies reveal that ICC is generated by biliary lineage cells derived from hepatocytes, rather than cholangiocytes. Additionally, we found that Notch activation is critical for hepatocyte conversion into biliary lineage cells during the onset of ICC and its subsequent malignancy and progression. These findings will help to elucidate the pathogenic mechanism of ICC and to develop therapeutic strategies for this refractory disease.

Abstract Cell polarity is essential for various asymmetric cellular events, where the partitioning defective (PAR) protein, PAR3, plays a unique role as a cellular landmark to establish polarity. In epithelial cells, PAR3 localizes at the subapical border such as the tight junction in vertebrates and functions as an apical determinant. Although there is much information about the regulators of PAR3 localization, the mechanism involved in PAR3 concentration and localization to the specific membrane domain remains an important question to be clarified. In this study, we demonstrate that ASPP2, a stimulator of PAR3 localization, can link PAR3 and protein phosphatase 1 (PP1). The ASPP2–PP1 complex dephosphorylates a novel phosphorylation site, Ser852, of PAR3. Furthermore, Ser852- or Ser889-unphosphorylatable PAR3 mutants form protein clusters and ectopically localize to the lateral membrane. Concomitance of clustering and ectopic localization suggests that PAR3 localization is a consequence of local clustering. We also demonstrate that unphosphorylatable forms of PAR3 are static in molecular turnover and fail to coordinate rapid reconstruction of the tight junction, supporting that both phosphorylated and dephosphorylated states are essential for the functional integrity of PAR3. Summary statement We show that phosphorylation and dephosphorylation regulate clustering of PAR-3, a cell polarity-regulating factor, and how the clustering regulation affects localization of PAR-3 and cell-cell junction formation.

Summary During spermatogenesis, meiosis is accompanied by robust alteration in gene expression and chromatin status. However, it remained elusive how meiotic transcriptional program is established to ensure completion of meiotic prophase. Here, we identified a novel protein complex consisting of germ-cell-specific zinc-finger protein ZFP541 and its interactor KCTD19 as the key transcriptional regulator for meiotic prophase exit. Our genetic study showed that ZFP541 and KCTD19 are co-expressed from pachytene onward and play an essential role in the completion of meiotic prophase program in the testis. Furthermore, our ChIP-seq and transcriptome analyses revealed that ZFP541 binds to and suppresses a broad range of genes whose function is associated with biological processes of transcriptional regulation and covalent chromatin modification. The present study demonstrated that germ-cell specific ZFP541-KCTD19 containing complex promotes meiotic prophase exit in males, and triggers reconstruction of the transcription network and chromatin organization leading to post-meiotic development.

Abstract The Golgi complex plays an active role in organizing asymmetric microtubule arrays essential for polarized vesicle transport. The coiled-coil protein MTCL1 stabilizes microtubules nucleated from the Golgi membrane. Here, we report an MTCL1 paralog, MTCL2, which preferentially acts on the perinuclear microtubules accumulated around the Golgi. MTCL2 associates with the Golgi membrane through the N-terminal coiled-coil region and directly binds microtubules through the conserved C-terminal domain without promoting microtubule stabilization. Knockdown of MTCL2 significantly impaired microtubule accumulation around the Golgi as well as the compactness of the Golgi ribbon assembly structure. Given that MTCL2 forms parallel oligomers through homo-interaction of the central coiled-coil motifs, our results indicate that MTCL2 promotes asymmetric microtubule organization by crosslinking microtubules on the Golgi membrane. Results of in vitro wound healing assays further suggest that this function of MTCL2 enables integration of the centrosomal and Golgi-associated microtubules on the Golgi membrane, supporting directional migration. Additionally, the results demonstrated the involvement of CLASPs and giantin in mediating the Golgi association of MTCL2.

Abstract Direct reprogramming is a technique for inducing the conversion of one type of somatic cell into another by the forced expression of defined transcription factors. Cell differentiation is generally determined by specific gene expression profiles based on distinct genome-wide epigenetic signatures. Although the CpG methylation of genomic DNA is an essential epigenetic factor that affects the transcriptional state of genes, little is known about how DNA methylation changes and what roles it plays in direct reprogramming. Here, we performed comparative genome-wide DNA methylation analyses of mouse embryonic fibroblasts (MEFs) and cells composing organoids formed by intestinal stem cells (ISCs) or induced ISCs (iISCs) that were directly induced from MEFs to investigate the impact of DNA methylation dynamics on direct reprogramming. We found that the methylation state of CpG was similar between cells forming ISC organoids and iISC organoids, while they differed widely from those in MEFs. Moreover, genomic regions that were differentially methylated between ISC organoid- and iISC organoid-forming cells did not significantly affect gene expression. These results demonstrate the accuracy and safety of iISC induction, as they show that the DNA methylation state transitions to a state close to that of ISCs during direct reprogramming from MEFs to iISCs.

Abstract CRSIPR-Cas9 system has opened up the avenue to efficient genome editing 1–4 . However, together with known off-target effects, several concerns of current CRISPR-Cas9 platform, including severe DNA damage, cytotoxicity, and large genomic alteration, have emerged in recent reports 5–7 and establish a formidable obstacle to precisely model allele dosage effects of disease mutations and risk variants, especially mono-allelic effects, and correct them. Here, by developing an allele-specific indel monitor system (AIMS), we demonstrate that small and simple modification of conventional single-guide RNAs (sgRNAs) enable programmable tuning of CRISPR-Cas9 activities and alleviate such adverse effects. AIMS, which visualizes various indel events in two alleles separately in living cells, is convenient and accurate to determine the in vitro editing efficiency and revealed frequent mosaicism during genome editing. Using AIMS, we show that adding cytosine stretches to the 5’ end of conventional sgRNA efficiently reduced Cas9 activity in a length dependent manner. By combining systematic experiments and computational modeling, we established the quantitative relationships between the length of cytosine extension and multiple aspects of CRISPR-Cas9 system. In general, short cytosine extension dramatically relieves p53-dependent cytotoxicity and suppression of homology-directed repair (HDR) while relatively maintaining on-target activity. Long cytosine extension further decreases on-target activity, thereby maximizing mono-allelic editing, while conventional system typically induces bi-allelic editing. Furthermore, such downregulation of on-target activity contributes to downregulation of relative off-target activity and protection of HDR-allele from second off-target editing. Therefore, cytosine extension method finally enables both single-step generation of heterozygous single-nucleotide disease mutations from homozygous states in mouse ES cells and correction of heterozygous disease mutations in human iPS cells. Taken together, our study proposes updates of standard CRISPR-Cas9 platform in mammalian cells toward precise and safe genome editing in diverse applications.