ABSTRACT Fatty acid desaturation is central to metazoan lipid metabolism and provides building blocks of membrane lipids and precursors of diverse signaling molecules. Nutritional conditions and associated microbiota regulate desaturase expression 1–4 , but the underlying mechanisms have remained unclear. Here, we show that endogenous and microbiota-dependent small molecule signals promote lipid desaturation via the nuclear receptor NHR-49/PPARα in C. elegans . Untargeted metabolomics of a β-oxidation mutant, acdh-11 , in which expression of the stearoyl-CoA desaturase FAT-7/SCD1 is constitutively increased, revealed accumulation of a β- cyclopropyl fatty acid, becyp#1, that potently activates fat-7 expression via NHR-49. Biosynthesis of becyp#1 is strictly dependent on expression of cyclopropane synthase by associated bacteria, e.g., E. coli . Screening for structurally related endogenous metabolites revealed a β-methyl fatty acid, bemeth#1, whose activity mimics that of microbiota-dependent becyp#1, but is derived from a methyltransferase, fcmt-1 , that is conserved across Nematoda and likely originates from bacterial cyclopropane synthase via ancient horizontal gene transfer. Activation of fat-7 expression by these structurally similar metabolites is controlled by distinct mechanisms, as microbiota-dependent becyp#1 is metabolized by a dedicated β-oxidation pathway, while the endogenous bemeth#1 is metabolized via α-oxidation. Collectively, we demonstrate that evolutionarily related biosynthetic pathways in metazoan host and associated microbiota converge on NHR-49/PPARα to regulate fat desaturation.

Biogenic amine neurotransmitters play a central role in metazoan nervous systems, and both their chemical structures and cognate receptors are evolutionarily highly conserved. In the nematode C. elegans, four classical neurotransmitters - serotonin, dopamine, octopamine, and tyramine - have been detected and appear to serve signaling functions related to those in insects or vertebrates (1). Interestingly, one of the small molecule pheromones released by C. elegans incorporates the monoamine octopamine. Octopamine succinylated ascaroside #9 (osas#9) is biochemically derived by connecting the neurotransmitter octopamine to an ascaroside - a universal building block of pheromones in C. elegans (2, 3). Neuronal ablation, cell-specific genetic rescue, and calcium imaging show that tyra-2, a gene coding for a G protein-coupled receptor (GPCR), expression in the nociceptive neuron ASH is both necessary and sufficient to induce avoidance of osas#9. In contrast, expression of tyra-2 in AWA, a neuron pair primarily involved in attraction, reverses the behavioral response to osas#9. These results show that TYRA-2 serves as a receptor for the neurotransmitter-derived osas#9, and thus may function in both internal signaling and sensation of external signals. The TYRA-2/osas#9 signaling system thus provides an example for the evolution of an inter-organismal communication channel via co-option of a small-molecule signal and its cognate receptor.

Cultivated maize (Zea mays) retains much of the genetic and metabolic diversity of its wild ancestors. Non-targeted HPLC-MS metabolomics using a diverse panel of 264 maize inbred lines identified a bimodal distribution in the prevalence of foliar metabolites. Although 15% of the detected mass features were present in >90% of the inbred lines, the majority were found in <50% of the samples. Whereas leaf bases and tips were differentiated primarily by flavonoid abundance, maize varieties (stiff-stalk, non-stiff-stalk, tropical, sweet corn, and popcorn) were differentiated predominantly by benzoxazinoid metabolites. Genome-wide association studies (GWAS), performed for 3,991 mass features from the leaf tips and leaf bases, showed that 90% have multiple significantly associated loci scattered across the genome. Several quantitative trait locus hotspots in the maize genome regulate the abundance of multiple, often metabolically related mass features. The utility of maize metabolite GWAS was demonstrated by confirming known benzoxazinoid biosynthesis genes, as well as by mapping isomeric variation in the accumulation of phenylpropanoid hydroxycitric acid esters to a single linkage block in a citrate synthase-like gene. Similar to gene expression databases, this metabolomic GWAS dataset constitutes an important public resource for linking maize metabolites with biosynthetic and regulatory genes.

The production and regulation of defensive specialized metabolites plays a central role in pathogen resistance in maize (Zea mays) and other plants. Therefore, identification of genes involved in plant specialized metabolism can contribute to improved disease resistance. We used comparative metabolomics to identify previously unknown antifungal metabolites in maize seedling roots, and investigated the genetic and physiological mechanisms underlying their natural variation using quantitative trait locus (QTL) mapping and comparative transcriptomics approaches. Two maize metabolites, smilaside A (3,6-diferuloyl-3′,6′-diacetylsucrose) and smiglaside C (3,6-diferuloyl-2′,3′,6′-triacetylsucrose), that may contribute to maize resistance against Fusarium graminearum and other fungal pathogens were identified. Elevated expression of an ethylene receptor gene, ETHYLENE INSENSITIVE 2 (ZmEIN2), co-segregated with decreased smilaside A/smiglaside C ratio. Pharmacological and genetic manipulation of ethylene availability and sensitivity in vivo indicated that, whereas ethylene was required for the production of both metabolites, the smilaside A/smiglaside C ratio was negatively regulated by ethylene sensitivity. This ratio, rather than the absolute abundance of these two metabolites, was important for maize seedling root defense against F. graminearum. Ethylene signaling regulates the relative abundance of the two F. graminearum-resistance-related metabolites and affects resistance against F. graminearum in maize seedling roots.

ABSTRACT Untargeted metabolomics via high-resolution mass spectrometry (HRMS) can reveal more than 100,000 molecular features in a single sample, many of which may represent unidentified metabolites, posing significant challenges to data analysis. We here introduce Metaboseek, an open-source analysis platform designed for untargeted comparative metabolomics and demonstrate its utility by uncovering biosynthetic functions of a conserved fat metabolism pathway, α-oxidation, using C. elegans as a model. Metaboseek integrates modules for molecular feature detection, statistics, molecular formula prediction, and fragmentation (MS/MS) analysis, which uncovered more than 200 previously uncharacterized α-oxidation-dependent metabolites in an untargeted comparison of wildtype and α-oxidation-defective hacl-1 mutants. The identified metabolites support the predicted enzymatic function of HACL-1 and revealed that α-oxidation participates in metabolism of endogenous β-methyl-branched fatty acids and food-derived cyclopropane lipids. Our results showcase compound discovery and feature annotation at scale via untargeted comparative metabolomics applied to a conserved primary metabolic pathway and suggest a model for the metabolism of cyclopropane lipids.