Abstract Synthetic biology relies on the screening and quantification of genetic components to assemble sophisticated gene circuits with specific functions. Microscopy is powerful tool for characterizing complex cellular phenotypes with increasing spatial and temporal resolution to library screening of genetic elements. Microscopy-based assays are powerful tools for characterizing cellular phenotypes with spatial and temporal resolution, and can be applied to large-scale samples for library screening of genetic elements. However, strategies for high-throughput microscopy experiments remain limited. Here, we present a high-throughput, microscopy-based platform that can simultaneously complete the preparation of an 8×12-well agarose pads plate, allowing for the screening of 96 independent strains or experimental conditions in a single experiment. Using this platform, we screened a library of natural intrinsic promoters from Pseudomonas aeruginosa and identified a small subset of robust promoters that drives stable levels of gene expression under varying growth conditions. Additionally, the platform allowed for single-cell measurement of genetic elements over time, enabling the identification of complex and dynamic phenotypes to map genotype in high-throughput. We expected that the platform could be employed to accelerate the identification and characterization of genetic elements in various biological systems, as well as to understand the relationship between cellular phenotypes and internal states, including genotypes and gene expression programs. Impact statement The high-throughput microscopy-based platform, presented in this study, enables efficient screening of 96 independent strains or experimental conditions in a single experiment, facilitating the rapid identification of genetic elements with desirable features, thereby advancing synthetic biology. The robust promoters identified through this platform, which provide predictable and consistent control over gene expression under varying growth conditions, can be utilized as reliable tools to regulate gene expression in various biological applications, including synthetic biology, metabolic engineering, and gene therapy, where consistent system performance is required.

Single-cell behaviors play essential roles during early-stage biofilms formation. In this study, we evaluated whether biofilm formation could be guided by precisely manipulating single cells behaviors. Thus, we established an illumination method to precisely manipulate the type IV pili (TFP) mediated motility and microcolony formation of Pseudomonas aeruginosa by using a combination of a high-throughput bacterial tracking algorithm, optogenetic manipulation and adaptive microscopy. We termed this method as Adaptive Tracking Illumination (ATI). We reported that ATI enables the precise manipulation of TFP mediated motility and microcolony formation during biofilm formation by manipulating bis-(3′-5′)-cyclic dimeric guanosine monophosphate (c-di-GMP) levels in single cells. Moreover, we showed that the spatial organization of single cells in mature biofilms can be controlled using ATI. Thus, the established method (i.e., ATI) can markedly promote ongoing studies of biofilms.

Pseudomonas aeruginosa can cause severe infections in humans. This bacteria often adopt a biofilm lifestyle that is hard to treat. In several previous studies, the PprA-PprB two-component system (TCS), which controls the expression of type IVb pili, BapA adhesin, and CupE fimbriae, was shown to be involved in biofilm formation. However, signals or environmental conditions that can trigger the PprA-PprB TCS are still unknown, and the molecular mechanisms of PprB-mediated biofilm formation are poorly characterized. Here we report that carbon starvation stress (CCS) can induce the expression of pprB and genes in the PprB regulon. The stress response sigma factor RpoS, rather than the two-component sensor PprA, was determined to mediate the induction of pprB transcription. We also observed a strong negative regulation of PprB to the transcription of itself. Further experiments showed that PprB overexpression greatly enhanced cell-cell adhesion (CCA) and cell-surface adhesion (CSA) in P. aeruginosa. Specially, under the background of PprB overexpression, both of the BapA adhesin and CupE fimbriae displayed positive effect on CCA and CSA, while the type IVb pili showed an unexpected negative effect on CCA and no effect on CSA. In addition, expression of the PprB regulon genes displayed significant increases in 3-day colony biofilms, indicating a possible carbon limitation state in these biofilms. The CSS-RpoS-PprB-Bap/Flp/CupE/Tad pathway identified in this study provides a new perspective on the process of biofilm formation under carbon-limited environments.