The transcription factor interferon regulatory factor 4 (IRF4) is crucial for the differentiation and fate determination of pro-inflammatory T helper (Th)17 and the functionally opposing group of immunomodulatory regulatory T (Treg) cells. However, molecular mechanisms of how IRF4 steers diverse transcriptional programs in Th17 and Treg cells are far from being definitive. To unveil IRF4-driven lineage determination in Th17 and Treg cells, we integrated data derived from affinity-purification and full mass spectrometry-based proteome analysis with chromatin immune precipitation sequencing (ChIP-Seq). This allowed the characterization of subtype-specific molecular programs and the identification of novel, previously unknown IRF4 interactors in the Th17/Treg context, such as RORγt, AHR, IRF8, BACH2, SATB1, and FLI1. Moreover, our data reveal that most of these transcription factors are recruited to IRF composite elements for the regulation of cell type-specific transcriptional programs providing a valuable resource for studying IRF4-mediated gene regulatory programs in pro- and anti-inflammatory immune responses.

Abstract Antimicrobial resistance is widely recognized as a serious global public health problem. To combat this threat, a thorough understanding of bacterial genomes is necessary. The current wide availability of bacterial genomes provides us with an in-depth understanding of the great variability of dispensable genes and their relationship with antimicrobials. Some of these accessory genes are those involved in CRISPR-Cas systems, which are acquired immunity systems that are present in part of bacterial genomes. They prevent viral infections through small DNA fragments called spacers. But the vast majority of these spacers have not yet been associated with the virus they recognize, and this has been named CRISPR dark matter. By analyzing the spacers of tens of thousands of genomes from six bacterial species highly resistant to antibiotics, we have been able to reduce the CRISPR dark matter from 80-90% to as low as 15% in some of the species. In addition, we have observed that, when a genome presents CRISPR-Cas systems, this is accompanied by particular collections of membrane proteins. Our results suggest that when a bacterium presents membrane proteins that make it compete better in its environment, and these proteins are in turn receptors for specific phages, it would be forced to acquire CRISPR-Cas immunity systems to avoid infection by these phages.