Identifying the factors that determine mammalian cell viability when oxidative phosphorylation (OXPHOS) function is impaired poses challenges due to the diverse cellular responses and limited clinical material availability. Moreover, animal models often fail to replicate human phenotypes. To address these challenges, this study conducted comprehensive analyses involving multiple defects and species by comparing the RNA-Seq expression profiles of human and murine cell lines with distinct nuclear backgrounds, representing both normal and OXPHOS-deficient models. To minimize species-specific variation, the study employed clustering techniques to group murine genes affected by OXPHOS dysfunction and identified crucial regulators like ATF4, UCP1, and SYVN1. ATF4 consistently displayed activation in response to OXPHOS defects, not only in murine but also in human cells, confirming its pivotal role in the cellular response to mitochondrial dysfunction. By integrating human and murine data, the study unveiled a conserved regulatory network encompassing genes related to the mTOR pathway and folate metabolism. Remarkably, the study uncovered an unexpected finding: the depletion of ATF4 in both mouse and human cells impairs OXPHOS assembly and supercomplex organization. This impairment primarily stems from a severe disruption in complex I assembly in the absence of ATF4, even under non-stress conditions.

Immune cell migration is one of the key features that enable immune cells to find invading pathogens, control tissue damage, and eliminate primary developing tumors. Chimeric antigen receptor (CAR) T-cell therapy is a novel strategy in the battle against various cancers. It has been successful in treating hematological tumors, yet it still faces many challenges in the case of solid tumors. In this work, we evaluate the three-dimensional (3D) migration capacity of T and CAR-T cells within dense collagen-based hydrogels. Quantifying three-dimensional (3D) cell migration requires microscopy techniques that may not be readily accessible. Thus, we introduce a straightforward mathematical model designed to infer 3D trajectories of cells from two-dimensional (2D) cell trajectories. We develop a 3D agent-based model (ABM) that simulates the temporal changes in the direction of migration with an inverse transform sampling method. Then, we propose an optimization procedure to accurately orient cell migration over time to reproduce cell migration from 2D experimental cell trajectories. With this model, we simulate cell migration assays of T and CAR-T cells in microfluidic devices conducted under hydrogels with different concentrations of type I collagen and validate our 3D cell migration predictions with light-sheet microscopy. Our findings indicate that CAR-T cell migration is more sensitive to collagen concentration increases than T cells, resulting in a more pronounced reduction in their invasiveness. Moreover, our computational model reveals significant differences in 3D movement patterns between T and CAR-T cells. T cells exhibit migratory behavior in 3D whereas that CAR-T cells predominantly move within the XY plane, with limited movement in the Z direction. However, upon the introduction of a CXCL12 chemical gradient, CAR-T cells present migration patterns that closely resemble those of T cells. This framework demonstrates that 2D projections of 3D trajectories may not accurately represent real migration patterns. Moreover, it offers a tool to estimate 3D migration patterns from 2D experimental data, which can be easily obtained with automatic quantification algorithms. This approach helps reduce the need for sophisticated and expensive microscopy equipment required in laboratories, as well as the computational burden involved in producing and analyzing 3D experimental data.