Primary hemophagocytic lymphohistiocytosis is a rare syndrome characterized by immune dysregulation and hyperinflammation. It typically manifests in infancy and is associated with high mortality.We investigated the efficacy and safety of emapalumab (a human anti-interferon-γ antibody), administered with dexamethasone, in an open-label, single-group, phase 2-3 study involving patients who had received conventional therapy before enrollment (previously treated patients) and previously untreated patients who were 18 years of age or younger and had primary hemophagocytic lymphohistiocytosis. The patients could enter a long-term follow-up study until 1 year after allogeneic hematopoietic stem-cell transplantation or until 1 year after the last dose of emapalumab, if transplantation was not performed. The planned 8-week treatment period could be shortened or extended if needed according to the timing of transplantation. The primary efficacy end point was the overall response, which was assessed in the previously treated patients according to objective clinical and laboratory criteria.At the cutoff date of July 20, 2017, a total of 34 patients (27 previously treated patients and 7 previously untreated patients) had received emapalumab; 26 patients completed the study. A total of 63% of the previously treated patients and 65% of the patients who received an emapalumab infusion had a response; these percentages were significantly higher than the prespecified null hypothesis of 40% (P = 0.02 and P = 0.005, respectively). In the previously treated group, 70% of the patients were able to proceed to transplantation, as were 65% of the patients who received emapalumab. At the last observation, 74% of the previously treated patients and 71% of the patients who received emapalumab were alive. Emapalumab was not associated with any organ toxicity. Severe infections developed in 10 patients during emapalumab treatment. Emapalumab was discontinued in 1 patient because of disseminated histoplasmosis.Emapalumab was an efficacious targeted therapy for patients with primary hemophagocytic lymphohistiocytosis. (Funded by NovImmune and the European Commission; NI-0501-04 and NI-0501-05 ClinicalTrials.gov numbers, NCT01818492 and NCT02069899.).

ABSTRACT Chronic myeloid leukemia (CML) is a hematopoietic stem cell disease produced by a unique oncogenic event involving the constitutively active tyrosine kinase (TK) BCR/ABL1 . TK activity explains most features of CML, such as tumor development and maintenance. TK-inhibitory (TKI) drugs have changed its prognosis and natural history. Unfortunately, the ABL1 gene persists unaffected by TKIs, leukemic stem cells (LSCs) remains, resistant mutations arise and adverse effects may occur during treatment. To address this problem, we have designed a potential therapeutic alternative with CRISPR/Cas9 genome editing nucleases that target LSCs. The strategy was successfully developed in murine and human cell lines and finally was evaluated in primary LSCs isolated from CML transgenic mice and from CML patients. Mouse CML-LSCs edited were orthotopic transplanted in immunodeficient NSG niches where restored the normal hematopoiesis. Importantly, patient-derived xenografts with CD34 + -LSCs edited, repopulated and restored the normal hematopoiesis in immunodeficient NSG niches. We show, for the first time, how CRISPR technology efficiently interrupts the BCR/ABL1 oncogene in murine and human LSCs to provide a significant therapeutic benefit. We propose human CML as a potential candidate for CRISPR therapy, providing proof-of-principle for genome editing in CML patients, and open new avenues for the application of this technique in other fusion genes. Key points CRISPR system destroys BCR/ABL oncogene and induces a therapeutic benefit in a CML mouse model and CML patient derived xenografts.

ABSTRACT While the molecular mechanisms of acute myeloid leukemia failure to venetoclax-based therapy have been recently clarified, the mechanisms whereby patients with myelodysplastic syndromes (MDS) acquire secondary resistance to venetoclax after an initial response remain to be elucidated. Here, we show for the first time that MDS hematopoietic stem cells (HSCs) can undergo hierarchical differentiation reprogramming toward a granulo-monocytic-biased transcriptional state through the acquisition or expansion of clones with an isolated trisomy 8 cytogenetic aberration and STAG2 or RUNX1 mutations. This hierarchical rewiring changes HSCs’ survival dependence from BCL-2-mediated anti-apoptotic pathways to TNFα-induced pro-survival NF-κB signaling and overcomes venetoclax-mediated cytotoxic effect. These findings underscore the importance of close molecular monitoring of patients with MDS enrolled in clinical trials of venetoclax to prevent HSC transcriptional reprogramming before the disease becomes resistant to this therapy.

Abstract Fanconi anemia (FA) is a rare genetic disease characterized by high phenotypic and genotypic heterogeneity, and extreme chromosome fragility. To better understand the natural history of FA, identify genetic risk and prognostic factors, and develop novel therapeutic strategies, the Spanish Registry of Patients with FA collects data on clinical features, chromosome fragility, genetic subtypes, and DNA sequencing with informed consent of participating individuals. In this article, we describe the clinical evolution of 227 patients followed up for up to 30 years, for whom our data indicate a cumulative cancer incidence of 86% by age 50. We found that patients with lower chromosome fragility had a milder malformation spectrum and better outcomes in terms of later‐onset hematologic impairment, less severe bone marrow failure, and lower cancer risk. We also found that outcomes were better for patients with mutations leading to mutant FANCA protein expression (genetic hypomorphism) than for patients lacking this protein. Likewise, prognosis was consistently better for patients with biallelic mutations in FANCD2 (mainly hypomorphic mutations) than for patients with biallelic mutations in FANCA and FANCG , with the lack of the mutant protein in patients with biallelic mutations in FANCG contributing to their poorer outcomes. Our results regarding the clinical impact of chromosome fragility and genetic hypomorphism suggest that mutant FA proteins retain residual activity. This finding should encourage the development of novel therapeutic strategies aimed at partially or fully enhancing mutant FA function, thereby preventing or delaying bone marrow failure and cancer in patients with FA. Clinical Trial Registration number: NCT06490510.

CRISPR/Cas9 enables the generation of knockout cell lines and null zygotes by inducing site-specific double-stranded breaks. In most cases the DSB is repaired by non-homologous end joining, resulting in small nucleotide insertions or deletions that can be used to construct knockout alleles. However, these mutations do not produce the desired null result in all cases, but instead generate a similar, functionally active protein. This effect could limit the therapeutic efficiency of gene therapy strategies based on abrogating oncogene expression, and therefore needs to be considered carefully. If there is an acceptable degree of efficiency of CRISPR/Cas9 delivery to cells, the key step for success lies in the effectiveness of a specific sgRNA at knocking out the oncogene, when only one sgRNA can be used. This study shows that the null effect could be increased with an sgRNA targeting the splice donor site (SDS) of the chosen exon. Following this strategy, the generation of null alleles would be facilitated in two independent ways: the probability of producing a frameshift mutation and the probability of interrupting the canonical mechanism of pre-mRNA splicing. In these contexts, we propose to improve the loss-of-function yield driving the CRISPR system at the SDS of critical exons.