Coccidioidomycosis, also known as Valley fever, is a disease caused by the fungal pathogen Coccidioides. Unfortunately, patients are often misdiagnosed with bacterial pneumonia leading to inappropriate antibiotic treatment. Soil bacteria B. subtilis-like species exhibits antagonistic properties against Coccidioides in vitro; however, the antagonistic capabilities of host microbiota against Coccidioides are unexplored. We sought to examine the potential of the tracheal and intestinal microbiomes to inhibit the growth of Coccidioides in vitro. We hypothesized that an uninterrupted lawn of microbiota obtained from antibiotic-free mice would inhibit the growth of Coccidioides while partial in vitro depletion through antibiotic disk diffusion assays would allow a niche for fungal growth. We observed that the microbiota grown on 2xGYE (GYE) and CNA w/ 5% sheeps blood agar (5%SB-CNA) inhibited the growth of Coccidioides, but that grown on chocolate agar does not. Partial depletion of the microbiota through antibiotic disk diffusion revealed that microbiota depletion leads to diminished inhibition and comparable growth of Coccidioides growth to controls. To characterize the bacteria grown and narrow down potential candidates contributing to the inhibition of Coccidioides, 16s rRNA sequencing of tracheal and intestinal agar cultures and murine lung extracts was performed. The identity of host bacteria that may be responsible for this inhibition was revealed. The results of this study demonstrate the potential of the host microbiota to inhibit the growth of Coccidioides in vitro and suggest that an altered microbiome through antibiotic treatment could negatively impact effective fungal clearance and allow a niche for fungal growth in vivo.

Host resistance to Toxoplasma gondii relies on CD8 T cell IFNγ responses, which if modulated by the host or parasite could influence chronic infection and parasite transmission between hosts. Since host-parasite interactions that govern this response are not fully elucidated, we investigated requirements for eliciting naïve CD8 T cell IFNγ responses to a vacuolar resident antigen of T. gondii , TGD057. Naïve TGD057 antigen-specific CD8 T cells (T57) were isolated from transnuclear mice and responded to parasite-infected bone marrow-derived macrophages (BMDMs) in an antigen-dependent manner, first by producing IL-2 and then IFNγ. T57 IFNγ responses to TGD057 were independent of the parasite's protein export machinery ASP5 and MYR1. Instead, host immunity pathways downstream of the regulatory Immunity-Related GTPases (IRG), including partial dependence on Guanylate-Binding Proteins, are required. Multiple T. gondii ROP5 isoforms and allele types, including ‘avirulent’ ROP5A from clade A and D parasite strains, were able to suppress CD8 T cell IFNγ responses to parasite-infected BMDMs. Phenotypic variance between clades B, C, D, F, and A strains suggest T57 IFNγ differentiation occurs independently of parasite virulence or any known IRG-ROP5 interaction. Consistent with this, removal of ROP5 is not enough to elicit maximal CD8 T cell IFNγ production to parasite-infected cells. Instead, macrophage expression of the pathogen sensors, NLRP3 and to a large extent NLRP1, were absolute requirements. Other members of the conventional inflammasome cascade are only partially required, as revealed by decreased but not abrogated T57 IFNγ responses to parasite-infected ASC, caspase-1/11, and gasdermin D deficient cells. Moreover, IFNγ production was only partially reduced in the absence of IL-12, IL-18 or IL-1R signaling. In summary, T. gondii effectors and host machinery that modulate parasitophorous vacuolar membranes, as well as NLR-dependent but inflammasome-independent pathways, determine the full commitment of CD8 T cells IFNγ responses to a vacuolar antigen.

Coccidioidomycosis, also known as Valley fever, is a disease caused by the fungal pathogen