Interleukin 7 Receptor Alpha Severe Combined Immunodeficiency (IL7R-SCID) is a life-threatening disorder caused by homozygous mutations in the IL7RA gene. Defective IL7R expression in humans hampers T cell precursors proliferation and differentiation during lymphopoiesis resulting in absence of T cells in newborns, who succumb to severe infections and death early after birth. Previous attempts to tackle IL7R-SCID by viral gene therapy have shown that unregulated IL7R expression predisposes to leukaemia, suggesting the application of targeted gene editing to insert a correct copy of the IL7RA gene in its genomic locus and mediate its physiological expression as a more feasible therapeutic approach. To this aim, we have first developed a CRISPR/Cas9-based IL7R-SCID disease modelling system that recapitulates the disease phenotype in primary human T cells and hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs). Then, we have designed a knock-in strategy that targets IL7RA exon 1 and introduces via homology directed repair a corrective, promoterless IL7RA cDNA followed by a reporter cassette through AAV6 transduction. Targeted integration of the corrective cassette in primary T cells restored IL7R expression and rescued functional downstream IL7R signalling. When applied to HSPCs further induced to differentiate into T cells in an Artificial Thymic Organoid system, our gene editing strategy overcame the T cell developmental block observed in IL7R-SCID patients, while promoting full maturation of T cells with physiological and developmentally regulated IL7R expression. Finally, genotoxicity assessment of the CRISPR/Cas9 platform in HSPCs using biased and unbiased technologies confirmed the safety of the strategy, paving the way for a new, efficient, and safe therapeutic option for IL7R-SCID patients.

Abstract During the last few years, gene editing has emerged as a powerful tool for the therapeutic correction of monogenic diseases. CRISPR/Cas9 applied to hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) has shown great promise in proof-of-principle preclinical studies to treat haematological disorders, and clinical trials using these tools are now underway. Nonetheless, there remain important challenges that need to be addressed, such as the efficiency of targeting primitive, long-term repopulating HSPCs and expand them in vitro for clinical purposes. Here we have tested the effect exerted by different culture media compositions on the ability of HSPCs to proliferate and undergo homology directed repair-mediated knock-in of a reporter gene, while preserving their stemness features during ex-vivo culture. We tested different combinations of compounds and demonstrated that by supplementing the culture media with inhibitors of histone deacetylases, and/or by fine-tuning its cytokine composition it is possible to achieve high levels of gene targeting in long-term repopulating HSPCs both in vitro and in vivo , with a beneficial balance between preservation of stemness and cell expansion, thus allowing to obtain a significant amount of edited, primitive HSPCs compared to established, state-of-the-art culture conditions. Overall, the implantation of this optimized ex vivo HSPC culture protocol will improve the efficacy, feasibility and applicability of gene editing and will likely provide one step further to unlock the full therapeutic potential of such powerful technology.