Compartmentation of the eukaryotic cell requires a complex set of subcellular messages, including multiple retrograde signals from the chloroplast and mitochondria to the nucleus, to regulate gene expression. Here, we propose that one such signal is a phosphonucleotide (3'-phosphoadenosine 5'-phosphate [PAP]), which accumulates in Arabidopsis thaliana in response to drought and high light (HL) stress and that the enzyme SAL1 regulates its levels by dephosphorylating PAP to AMP. SAL1 accumulates in chloroplasts and mitochondria but not in the cytosol. sal1 mutants accumulate 20-fold more PAP without a marked change in inositol phosphate levels, demonstrating that PAP is a primary in vivo substrate. Significantly, transgenic targeting of SAL1 to either the nucleus or chloroplast of sal1 mutants lowers the total PAP levels and expression of the HL-inducible ASCORBATE PEROXIDASE2 gene. This indicates that PAP must be able to move between cellular compartments. The mode of action for PAP could be inhibition of 5' to 3' exoribonucleases (XRNs), as SAL1 and the nuclear XRNs modulate the expression of a similar subset of HL and drought-inducible genes, sal1 mutants accumulate XRN substrates, and PAP can inhibit yeast (Saccharomyces cerevisiae) XRNs. We propose a SAL1-PAP retrograde pathway that can alter nuclear gene expression during HL and drought stress.

Treatment of Arabidopsis (Arabidopsis thaliana) alternative oxidase1a (aox1a) mutant plants with moderate light under drought conditions resulted in a phenotypic difference compared with ecotype Columbia (Col-0), as evidenced by a 10-fold increase in the accumulation of anthocyanins in leaves, alterations in photosynthetic efficiency, and increased superoxide radical and reduced root growth at the early stages of seedling growth. Analysis of metabolite profiles revealed significant changes upon treatment in aox1a plants typical of combined stress treatments, and these were less pronounced or absent in Col-0 plants. These changes were accompanied by alteration in the abundance of a variety of transcripts during the stress treatment, providing a molecular fingerprint for the stress-induced phenotype of aox1a plants. Transcripts encoding proteins involved in the synthesis of anthocyanins, transcription factors, chloroplastic and mitochondrial components, cell wall synthesis, and sucrose and starch metabolism changed, indicating that effects were not confined to mitochondria, where the AOX1a protein is located. Microarray and quantitative reverse transcription-polymerase chain reaction analysis revealed that transcripts typically induced upon stress treatment or involved in antioxidant defense systems, especially chloroplast-located antioxidant defense components, had altered basal levels in untreated aox1a plants, suggesting a significant change in the basal equilibrium of signaling pathways that regulate these components. Taken together, these results indicate that aox1a plants have a greatly altered stress response even when mitochondria or the mitochondrial electron transport chain are not the primary target of the stress and that AOX1a plays a broad role in determining the normal redox balance in the cell.

Abstract Respiratory oxidative phosphorylation is a cornerstone of cellular metabolism in aerobic multicellular organisms. The efficiency of this process is generally assumed to be maximized, but the presence of dynamically regulated nonphosphorylating bypasses implies that plants can alter phosphorylation efficiency and can benefit from lowered energy generation during respiration under certain conditions. We characterized an Arabidopsis (Arabidopsis thaliana) mutant, ndufs4 (for NADH dehydrogenase [ubiquinone] fragment S subunit 4), lacking complex I of the respiratory chain, which has constitutively lowered phosphorylation efficiency. Through analysis of the changes to mitochondrial function as well as whole cell transcripts and metabolites, we provide insights into how cellular metabolism flexibly adapts to reduced phosphorylation efficiency and why this state may benefit the plant by providing moderate stress tolerance. We show that removal of the single protein subunit NDUFS4 prevents assembly of complex I and removes its function from mitochondria without pleiotropic effects on other respiratory components. However, the lack of complex I promotes broad changes in the nuclear transcriptome governing growth and photosynthetic function. We observed increases in organic acid and amino acid pools in the mutant, especially at night, concomitant with alteration of the adenylate content. While germination is delayed, this can be rescued by application of gibberellic acid, and root growth assays of seedlings show enhanced tolerance to cold, mild salt, and osmotic stress. We discuss these observations in the light of recent data on the knockout of nonphosphorylating respiratory bypass enzymes that show opposite changes in metabolites and stress sensitivity. Our data suggest that the absence of complex I alters the adenylate control of cellular metabolism.

BR signaling may integrate stress responses and growth processes to optimize growth under challenging environmental conditions.

Drought is a major threat to food security. Water loss through stomata is an inevitable consequence of CO2 uptake, and water deficit inhibits plant growth, making it challenging to develop drought-resistant strategies without compromising yield. Here, we generated tobacco plants expressing a maize NADP-dependent malate decarboxylating enzyme in stomata and vascular cells (ME plants), which show higher seed yield and faster maturation compared to wild-type (WT) plants under normal irrigation and after drought. While WT plants die after 45 days of drought, ME plants survive without any adverse effects on seed production. In addition, ME plants exhibit improved photosynthetic efficiency despite reduced stomatal conductance and changes in stem morphology, which are likely related to their ability to withstand drought. We propose that enhanced C4-like biochemistry in cells surrounding the vascular system and increased sugar export likely compensated for the reduced stomatal conductance in ME plants. The study demonstrates that cell-targeted metabolic modifications can avoid pleiotropic effects and facilitate the stacking of beneficial traits to improve crop design.

Abstract A substantial number of C 4 plants are utilized as food and fodder crops and often display improved resource use efficiency compared to C 3 counterparts. However, their response to future extreme climates such as heatwaves is less understood. Setaria viridis , an emerging C 4 model grass closely related to important C4 crops, was grown under high temperature for two weeks (42°C as compared to 28°C). High temperature resulted in stunted growth, but surprisingly had little impact on leaf area based photosynthetic rates. Rates of dark respiration significantly increased and there were major alterations in carbon and nitrogen metabolism in the heat-stressed plants, including reduced starch levels, accumulation of soluble sugars and an increase in leaf nitrogen content. Measurements of major phytohormones revealed a dramatic increase in abscisic acid in the heat-stressed plants. Leaf transcriptomics, proteomics and metabolomics analyses were carried out and mapped onto metabolic pathways of photosynthesis, respiration, carbon/nitrogen metabolism and hormone synthesis and signaling. Overall, upregulation of a number of stress-signaling pathways was observed, consistent with multiple potent signals leading to reduced plant growth. A systems model of plant response is presented based on oxidative stress, hormone and sugar signaling pathways.

Abstract Many C4 plants are used as food and fodder crops and often display improved resource use efficiency compared to C3 plants. However, the response of C4 plants to future extreme conditions such as heatwaves is less understood. Here, Setaria viridis, an emerging C4 model grass, was grown under long-term high temperature stress for two weeks (42°C, compared to 28°C). This resulted in stunted growth, but surprisingly had little impact on leaf thickness, leaf area-based photosynthetic rates and bundle sheath leakiness. Dark respiration rates increased and there were major alterations in carbon and nitrogen metabolism in the heat-stressed plants. Abscisic acid and indole-acetic acid–amino acid conjugates accumulated in the heat-stressed plants, consistent with transcriptional changes. Leaf transcriptomics, proteomics and metabolomics analyses were carried out and mapped onto the metabolic pathways of photosynthesis, respiration, carbon/nitrogen metabolism and phytohormone biosynthesis and signaling. An in-depth analysis of correlations between transcripts and their corresponding proteins revealed strong differences between groups in the strengths and signs of correlations. Overall, many stress signaling pathways were upregulated, consistent with multiple signals leading to reduced plant growth. A systems-based model of the plant response to long-term heat stress is presented based on the oxidative stress, phytohormone and sugar signaling pathways.