ABSTRACT Successful treatment of pediatric cancers often results in long-term health complications, including potential effects on fertility. Therefore, assessing the male reproductive toxicity of anti-cancer drug treatments and the potential for recovery is of paramount importance. However, in vivo evaluations are time-intensive and require large numbers of animals. To overcome these constraints, we utilized an innovative organ culture system that supports long-term spermatogenesis by placing the testis tissue between a base agarose gel and a polydimethylsiloxane ceiling, effectively mirroring the in vivo testicular environment. The present study aimed to determine the efficacy of this organ culture system for accurately assessing testicular toxicity induced by cisplatin, using acrosin-green fluorescent protein (GFP) transgenic neonatal mouse testes. The testis fragments were treated with different concentrations of cisplatin-containing medium for 24 hours and incubated in fresh medium for up to 70 days. The changes in tissue volume and GFP fluorescence over time were evaluated to monitor the progression of spermatogenesis, in addition to the corresponding histopathology. Cisplatin treatment caused tissue volume shrinkage and reduced GFP fluorescence in a concentration-dependent manner. Recovery from testicular toxicity was also dependent on the concentration of cisplatin received. The results demonstrated that this novel in vitro system can be a faithful replacement for animal experiments to assess the testicular toxicity of anti-cancer drugs and their reversibility, providing a useful method for drug development. Short Abstract Assessing the male reproductive toxicity of anti-cancer drugs and the potential for recovery is of paramount importance, however, in vivo evaluations are time-intensive and require large numbers of animals. We utilized an innovative organ culture system that mirrors the in vivo testicular environment to determine its efficacy in accurately assessing testicular toxicity induced by cisplatin. The results demonstrate that this system can be a faithful replacement for animal experiments to assess the testicular toxicity of anti-cancer drugs and their reversibility.

Xenobiotic metabolic reactions in the hepatocyte endoplasmic reticulum (ER) including UDP-glucuronosyltransferase and carboxylesterase play central roles in the detoxification of medical agents with small- and medium-sized molecules. Although the catalytic sites of these enzymes exist inside of ER, the molecular mechanism for membrane permeation in the ER remains enigmatic. Here, we investigated that organic anion transporter 2 (OAT2) regulates the detoxification reactions of xenobiotic agents including anti-cancer capecitabine and antiviral zidovudine, via the permeation process across the ER membrane in the liver. Pharmacokinetic studies in patients with colorectal cancer revealed that the half-lives of capecitabine in rs2270860 (1324C > T) variants was 1.4 times higher than that the C/C variants. Moreover, the hydrolysis of capecitabine to 5′-deoxy-5-fluorocytidine in primary cultured human hepatocytes was reduced by OAT2 inhibitor ketoprofen, whereas capecitabine hydrolysis directly assessed in human liver microsomes were not affected. The immunostaining of OAT2 was merged with ER marker calnexin in human liver periportal zone. These results suggested that OAT2 is involved in distribution of capecitabine into ER. Furthermore, we clarified that OAT2 plays an essential role in drug-drug interactions between zidovudine and valproic acid, leading to the alteration in zidovudine exposure to the body. Our findings contribute to mechanistically understanding medical agent detoxification, shedding light on the ER membrane permeation process as xenobiotic metabolic machinery to improve chemical changes in hydrophilic compounds