Abstract Fusarium head blight disease on small‐grain cereals is primarily caused by the ascomycete fungal pathogen Fusarium graminearum . Infection of floral spike tissues is characterized by the biosynthesis and secretion of potent trichothecene mycotoxins, of which deoxynivalenol (DON) is widely reported due to its negative impacts on grain quality and consumer safety. The TRI5 gene encodes an essential enzyme in the DON biosynthesis pathway and the single gene deletion mutant, Δ Tri5 , is widely reported to restrict disease progression to the inoculated spikelet. In this study, we present novel bioimaging evidence revealing that DON facilitates the traversal of the cell wall through plasmodesmata, a process essential for successful colonization of host tissue. Chemical complementation of Δ Tri5 did not restore macro‐ or microscopic phenotypes, indicating that DON secretion is tightly regulated both spatially and temporally. A comparative qualitative and quantitative morphological cellular analysis revealed infections had no impact on plant cell wall thickness. Immunolabelling of callose at plasmodesmata during infection indicates that DON can increase deposits when applied exogenously but is reduced when F . graminearum hyphae are present. This study highlights the complexity of the interconnected roles of mycotoxin production, cell wall architecture and plasmodesmata in this highly specialized interaction.

Abstract Take-all disease, caused by the soil-borne ascomycete fungus Gaeumannomyces tritici , is one of the most important root diseases of wheat in the UK and worldwide. The fungus invades the roots and destroys the vascular tissue, hindering the uptake of water and nutrients from the soil. Closely related non-pathogenic species in the Magnaporthaceae family, such as Gaeumannomyces hyphopodioides , occur naturally in arable and grassland soils and have previously been reported to reduce take-all disease in field studies. Here, we characterise the different infection structures produced by G. tritici and G. hyphopodioides and suggest an alternative role for previously described “sub-epidermal vesicles” (SEVs). We show that direct interaction between the two species is unlikely to play a significant role in take-all control, and instead demonstrate that take-all control is achieved via local host changes in response to prior G. hyphopodioides root colonisation. RNA sequencing revealed extensive host transcriptional reprogramming in G. hyphopodioides colonised tissues, characterised by a striking downregulation of key cell-wall related genes, including cellulose synthase (CESA), and xyloglucan endotransglucosylase/hydrolase (XTH) genes. In the absence of take-all resistant wheat cultivars and avirulent G. tritici strains, studying closely related G. hyphopodioides provides a much-needed avenue to elucidate take-all resistance mechanisms in wheat.

Fusarium Head Blight (FHB) disease on small grain cereals is primarily caused by the ascomycete fungal pathogen Fusarium graminearum. Infection of floral spike tissues is characterised by the biosynthesis and secretion of potent trichothecene mycotoxins, of which deoxynivalenol (DON) is widely reported due to its negative impacts on grain quality and consumer safety. The TRI5 gene encodes an essential enzyme in the DON biosynthesis pathway and the single gene deletion mutant, ΔTri5, is widely reported to restrict disease progression to the inoculated spikelet. In this study, we present novel bioimaging evidence revealing that DON facilitates the traversal of the cell wall through plasmodesmata, a process essential for successful colonisation of host tissue. Chemical complementation of ΔTri5 did not restore macro- or microscopic phenotypes, indicating that DON secretion is tightly regulated both spatially and temporally. A comparative qualitative and quantitative ultrastructural cellular morphology analysis revealed infections had no impact on cell wall thickness. Immuno-labelling of callose at plasmodesmata during infection indicates that DON can increase deposits when applied exogenously, but is reduced when F. graminearum hyphae are present. This study highlights the complexity of the inter-connected roles of mycotoxin production, cell wall architecture and plasmodesmata in this highly specialised interaction.

Abstract Filamentous plant pathogenic fungi pose significant threats to global food security, particularly through diseases like Fusarium Head Blight (FHB) and Septoria Tritici Blotch (STB) which affects cereals. With mounting challenges in fungal control and increasing restrictions on fungicide use due to environmental concerns, there is an urgent need for innovative control strategies. Here, we present a comprehensive analysis of the stage-specific infection process of Fusarium graminearum in wheat spikes by generating a dual weighted gene co-expression network (WGCN). Notably, the network contained a mycotoxin-enriched fungal module that exhibited a significant correlation with a detoxification gene-enriched wheat module. This correlation in gene expression was validated through quantitative PCR. By examining a fungal module with genes highly expressed during early symptomless infection, we identified a gene encoding FgKnr4, a protein containing a Knr4/Smi1 disordered domain. Through comprehensive analysis, we confirmed the pivotal role of FgKnr4 in various biological processes, including morphogenesis, growth, cell wall stress tolerance, and pathogenicity. Further studies confirmed the observed phenotypes are partially due to the involvement of FgKnr4 in regulating the fungal cell wall integrity pathway by modulating the phosphorylation of the MAP-kinase MGV1. Orthologues of FgKnr4 are widespread across the fungal kingdom but are absent in other Eukaryotes, suggesting the protein has potential as a promising intervention target. Encouragingly, the restricted growth and highly reduced virulence phenotypes observed for ΔFgknr4 were replicated upon deletion of the orthologous gene in the wheat fungal pathogen Zymoseptoria tritici . Overall, this study demonstrates the utility of an integrated network-level analytical approach to pinpoint genes of high interest to pathogenesis and disease control.

Filamentous plant pathogenic fungi pose significant threats to global food security, particularly through diseases like Fusarium Head Blight (FHB) and Septoria Tritici Blotch (STB) which affects cereals. With mounting challenges in fungal control and increasing restrictions on fungicide use due to environmental concerns, there is an urgent need for innovative control strategies. Here, we present a comprehensive analysis of the stage-specific infection process of Fusarium graminearum in wheat spikes by generating a dual weighted gene co-expression network (WGCN). Notably, the network contained a mycotoxin-enriched fungal module (F12) that exhibited a significant correlation with a detoxification gene-enriched wheat module (W12). This correlation in gene expression was validated through quantitative PCR. By examining a fungal module with genes highly expressed during early symptomless infection that was correlated to a wheat module enriched in oxidative stress genes, we identified a gene encoding FgKnr4, a protein containing a Knr4/Smi1 disordered domain. Through comprehensive analysis, we confirmed the pivotal role of FgKnr4 in various biological processes, including oxidative stress tolerance, cell cycle stress tolerance, morphogenesis, growth, and pathogenicity. Further studies confirmed the observed phenotypes are partially due to the involvement of FgKnr4 in regulating the fungal cell wall integrity pathway by modulating the phosphorylation of the MAP-kinase MGV1. Orthologues of the FgKnr4 gene are widespread across the fungal kingdom but are absent in other Eukaryotes, suggesting the protein has potential as a promising intervention target. Encouragingly, the restricted growth and highly reduced virulence phenotypes observed for ΔFgknr4 were replicated upon deletion of the orthologous gene in the wheat fungal pathogen Zymoseptoria tritici . Overall, this study demonstrates the utility of an integrated network-level analytical approach to pinpoint genes of high interest to pathogenesis and disease control.