ABSTRACT The mesangium is a crucial microenvironment in the kidney. It consists of mesangial cells and extracellular matrix that lends structural integrity to the glomerulus and aids renal filtration. The mesangial cells function in a delicate balance of matrix mechanics and chemical cues to engage in matrix formation, cell interactions, and cytokine production. Irregularities such as diabetes disturb this delicate balance leading to declining kidney function and kidney failure. While chemical and molecular studies on mesangium during diabetic kidney disease (DKD) are abundant, little is known about how the changing matrix mechanics affect the mesangial function. Here we demonstrate the co-stimulatory effects of chemical cues and matrix properties within the mesangial niche afflicted with DKD. To avail control of both mechanical and chemical parameters typical of DKD, we used photo-cured gelatin methacryloyl hydrogels to emulate mesangium in different disease stages. We simulated soft and stiff matrices to mechanically match mesangium in healthy and long-term DKD with fibrosis conditions. The mechanical properties play a dominant role over chemical factors in α −smooth muscle actin formation. This coincided with a reduction in mesangial cell processes and motility, crucial for cell interactions. The fibrotic matrix also profoundly influences collagen IV expression, potentially resulting in a thickened renal basement membrane around capillaries, reducing renal filtration efficiency. The study implies that the mechano-chemical dual input in late-stage DKD causes an accelerated decline in glomerular function. The finding consolidates viable reasoning for therapeutic challenges in late-stage kidney disease and directs future studies to find the missing pieces in understanding kidney disease through such in-vitro pathotypic models.

Scientific studies report crucial impacts of biomechanical effectors to modulate wound healing either by scarring or regeneration. Further, the biological decision to predominantly favor the former is still cryptic. Real-time visualization of biomechanical manifestations in situ in scarring is hence necessary. Endorsed by nanostructural testing, synthetic phantom analysis, and computational simulations, we found strong mechanobiological correlates for Swept Source Optical Coherence Tomography (SS-OCT) speckles in mice cutaneous repair (full-thickness) up to 10 months. The theoretical basis of the optomechanics to provide insights into scar form-factor and evolution is proposed. Optomechanical changes have been considered as the resultant of intrinsic (e.g. fiber elastic modulus) and gross tissue mechanics (extracellular matrix (ECM)) in maturing scars. Non-invasive optomechanics supported with microscopic findings reveal scar's cross-sectional self-organizing di-fork architecture. Dual-compartment heterogeneity of di-fork exhibits stress-evading features with a dichotomy in inhabitant cellular stress-fiber distributions. This differential interactivity of scar with adjoining tissues reflects its architectural intelligence to compensate tissue loss (hypodermis/muscle) by assembling into a di-fork. Gradual establishment of baseline shifted lasting mechanobiological steady-state, later in scarring, expose scar as an alternate stable state within the skin.

We present a gradient light interference microscopy system to visualize 3D quantitative imaging of kidney mesangial cells. We used the system to obtain the morphology of 3D cultured kidney cells of thickness 200 µm.

ABSTRACT Cell migration is a fundamental biological process, yet the mechanisms underlying how cells sense and navigate complex environments remain poorly understood. In this study, we developed a system of randomly oriented microgrooves, designed at cellular length scales, to explore motility intelligence in response to varied topographies. These microgrooves allowed cells to freely choose their migratory paths, revealing key insights into how cells sense and adapt to topological cues. Using fibroblast cells migrating over these grooved substrates, we examined cellular processes such as actin cytoskeleton remodeling, cell adhesion dynamics, and the impact of groove alignment on migration speed and directionality. Our results demonstrate that cells align their cytoskeletal structures to groove geometries, forming actin-rich anchors that enhance migration in groove-aligned environments. Cells migrating in grooves aligned with their intrinsic polarity exhibited faster, more directed migration compared to those in misaligned or control conditions. This work advances our understanding of cell-topology interaction and provides new perspectives for tissue engineering applications in cancer therapy and wound healing.

3D cell cultures, including spheroids, have become essential tools in cancer research and drug discovery due to their ability to more accurately mimic in-vivo tissue environments compared to traditional 2D cultures. However, imaging these thick, complex structures remains a challenge, as conventional optical microscopy techniques are limited by shallow depth penetration. This study explores the complementary use of gradient light interference microscopy (GLIM) and scanning acoustic microscopy (SAM) for label-free imaging of 3D spheroid clusters embedded in hydrogels. GLIM offers high-resolution optical imaging but struggles with depth in dense samples, while SAM provides greater depth penetration and a larger field of view, albeit with lower resolution. By correlating SAM and GLIM imaging, this study demonstrates how the two techniques can be synergistically used to enhance the visualization of spheroids, capturing both large-scale structural features and fine cellular details. The benefits make such a platform suitable for screening high-number multi-well plates and evaluating necrotic and angiogenic features from the core of the thick sample. Such platforms have the potential of combining acoustic and optical imaging modalities for high-throughput screening and physical characterization in 3D cell culture research, advancing our understanding of drug efficacy in complex biological systems.