Carbon to nitrate (C:NO3-) ratios are thought to modulate pathway selection between respiratory ammonification and denitrification, two nitrogen (N) dissimilatory processes vital to the global N budget. However, the molecular mechanisms that enable the selection of these pathways remains unclear. Here we evaluate C:NO3- control on pathway selection in Intrasporangium calvum C5, a Gram-positive menaquinone-based dual-pathway denitrifier/respiratory ammonifier and show that C:NO3- control theory is insufficient to explain pathways selection. We demonstrate that the bacterium disproportionately utilizes ammonification rather than denitrification (with nitrous oxide as its terminal end-product) when grown under carbon or nitrate limitation, not C:NO3- ratio. The ammonification pathway also promoted higher bacterial growth rates. Time series analysis of metabolite and transcriptional profiles during growth showed that transcript abundances for nitrite reducing complexes, NrfAH and NirK, significantly increased in response to nitrite production. Although lactate was the only carbon source provided to the organism, we detected formate production during growth (~200 μM), a five-fold upregulation in formate transporters, and a simultaneous up-regulation of formate dehydrogenase used to translocate protons via a quinol-loop. These results suggest that additional reducing equivalents can be obtained from a single carbon source and used for ammonification during resource limitation. Mechanistically, pathway selection may be driven by intracellular redox potential (redox poise), which is lowered during resource limitation, thereby decreasing catalytic activity of the bc1 complex (an upstream electron transport step needed for denitrification). Our work advances our understanding of the conditions and underlying mechanisms that select for denitrification and respiratory ammonification in environmental systems.

Prochlorococcus is a globally abundant marine cyanobacterium with many adaptations that reduce cellular nutrient requirements, facilitating growth in its nutrient-poor environment. One such genomic adaptation is the preferential utilization of amino acids containing fewer N-atoms, which minimizes cellular nitrogen requirements. We predicted that transcriptional regulation might be used to further reduce cellular N budgets during transient N limitation. To explore this, we compared transcription start sites (TSSs) in Prochlorococcus MED4 under N-deprived and N-replete conditions. Of 64 genes with primary and internal TSSs in both conditions, N-deprived cells initiated transcription downstream of primary TSSs more frequently than N-replete cells. Additionally, 117 genes with only an internal TSS demonstrated increased internal transcription under N-deprivation. These shortened transcripts encode predicted proteins with ~5-20% less N content compared to full-length transcripts. We hypothesized that low translation rates, which afford greater control over protein abundances, would be beneficial to relatively slow-growing organisms like Prochlorococcus. Consistent with this idea, we found that Prochlorococcus exhibits greater usage of glycine-glycine motifs, which cause translational pausing, when compared to faster growing microbes. Our findings indicate that structural changes occur within the Prochlorococcus MED4 transcriptome during N-deprivation, potentially altering the size and structure of proteins expressed under nutrient limitation.

A novel close-coupled and wavelength-configurable platform was designed that allows the precise and repeatable in-vitro irradiation of target organisms to determine their metabolic, protective, mutative, and repair mechanisms as a function of varying levels of specific electromagnetic energy. This new platform and an associated method to quantify near real-time electromagnetic induced stress progression in photoautotrophic organisms, provided a methodology to alter the physiological and metabolic functions of cells in a highly controlled manner. Corethron hystrix was selected as the target for an in-vitro UVR irradiation period of 6-hours followed by a shielded dark period of 6-hours. Irradiation and dark periods were repeated with energy levels beginning at 0.32 mW/cm2 and increasing incrementally to 1.59 mW/cm2. By subjecting the organism to UV induced stress, and observing/recording the physiological and molecular responses at each energy level to both UV induced damage and subsequent repair, we discovered that the cells exhibited a negative linear decrease in the photosynthetic efficiency of photosystem II proportional to UV intensity, corresponding to a large increase in the turnover time of the quinones. Gene expression changes were consistent with UVR induced photosystem II damage with decreased expression of photosystem II reaction center proteins D1, CP43 and CP47. Down-stream metabolic pathways demonstrated mixed expression after UVR irradiation, with strong up-regulation after dark recovery. This ability to alter the physiological, molecular and metabolic makeup of an organism in a highly specific manner is a valuable research and discovery tool in DNA damage research.