Carboxylic acid reductases (CARs) selectively reduce carboxylic acids to aldehydes using ATP and NADPH as cofactors under mild conditions. Although CARs attracts significant interest, only a few enzymes have been characterized to date, whereas the vast majority of CARs have yet to be examined. Herein the authors report that 12 bacterial CARs reduces a broad range of bifunctional carboxylic acids containing oxo‐, hydroxy‐, amino‐, or second carboxyl groups with several enzymes showing activity toward 4‐hydroxybutanoic (4‐HB) and adipic acids. These CARs exhibits significant reductase activity against substrates whose second functional group is separated from the carboxylate by at least three carbons with both carboxylate groups being reduced in dicarboxylic acids. Purified CARs supplemented with cofactor regenerating systems (for ATP and NADPH), an inorganic pyrophosphatase, and an aldo‐keto reductase catalyzes a high conversion (50–76%) of 4‐HB to 1,4‐butanediol (1,4‐BDO) and adipic acid to 1,6‐hexanediol (1,6‐HDO). Likewise, Escherichia coli strains expressing eight different CARs efficiently reduces 4‐HB to 1,4‐BDO with 50–95% conversion, whereas adipic acid is reduced to a mixture of 6‐hydroxyhexanoic acid (6‐HHA) and 1,6‐HDO. Thus, our results illustrate the broad biochemical diversity of bacterial CARs and their compatibility with other enzymes for applications in biocatalysis.

ABSTRACT Xylose is the second most abundant sugar in lignocellulose and can be used as a feedstock for next-generation biofuels by industry. Saccharomyces cerevisiae , one of the main workhorses in biotechnology, is unable to metabolize xylose natively but has been engineered to ferment xylose to ethanol with the xylose reductase (XR) and xylitol dehydrogenase (XDH) genes from Scheffersoymces stipitis . In the scientific literature, the yield and volumetric productivity of xylose fermentation to ethanol in engineered S. cerevisiae still lags S. stipitis , despite expressing of the same XR-XDH genes. These contrasting phenotypes can be due to differences in S. cerevisiae’s redox metabolism that hinders xylose fermentation, differences in S. stipitis’ redox metabolism that promotes xylose fermentation, or both. To help elucidate how S. stipitis ferments xylose, we used flux balance analysis to test various redox balancing mechanisms, reviewed published omics datasets, and studied the phylogeny of key genes in xylose fermentation. In vivo and in silico xylose fermentation cannot be reconciled without NADP phosphatase (NADPase) and NADH kinase. We identified eight candidate genes for NADPase. PHO3.2 was the sole candidate showing evidence of expression during xylose fermentation. Pho3.2p and Pho3p, a recent paralog, were purified and characterized for their substrate preferences. Only Pho3.2p was found to have NADPase activity. Both NADPase and NAD(P)H-dependent XR emerged from recent duplications in a common ancestor of Scheffersoymces and Spathaspora to enable efficient xylose fermentation to ethanol. This study demonstrates the advantages of using metabolic simulations, omics data, bioinformatics, and enzymology to reverse engineer metabolism.