Summary Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPRs) and the associated proteins (Cas) comprise a system of adaptive immunity against viruses and plasmids in prokaryotes. Cas1 is a CRISPR‐associated protein that is common to all CRISPR‐containing prokaryotes but its function remains obscure. Here we show that the purified Cas1 protein of Escherichia coli (YgbT) exhibits nuclease activity against single‐stranded and branched DNAs including Holliday junctions, replication forks and 5′‐flaps. The crystal structure of YgbT and site‐directed mutagenesis have revealed the potential active site. Genome‐wide screens show that YgbT physically and genetically interacts with key components of DNA repair systems, including recB , recC and ruvB . Consistent with these findings, the ygbT deletion strain showed increased sensitivity to DNA damage and impaired chromosomal segregation. Similar phenotypes were observed in strains with deletion of CRISPR clusters, suggesting that the function of YgbT in repair involves interaction with the CRISPRs. These results show that YgbT belongs to a novel, structurally distinct family of nucleases acting on branched DNAs and suggest that, in addition to antiviral immunity, at least some components of the CRISPR–Cas system have a function in DNA repair.

Carboxylic acid reductases (CARs) selectively reduce carboxylic acids to aldehydes using ATP and NADPH as cofactors under mild conditions. Although CARs attracts significant interest, only a few enzymes have been characterized to date, whereas the vast majority of CARs have yet to be examined. Herein the authors report that 12 bacterial CARs reduces a broad range of bifunctional carboxylic acids containing oxo‐, hydroxy‐, amino‐, or second carboxyl groups with several enzymes showing activity toward 4‐hydroxybutanoic (4‐HB) and adipic acids. These CARs exhibits significant reductase activity against substrates whose second functional group is separated from the carboxylate by at least three carbons with both carboxylate groups being reduced in dicarboxylic acids. Purified CARs supplemented with cofactor regenerating systems (for ATP and NADPH), an inorganic pyrophosphatase, and an aldo‐keto reductase catalyzes a high conversion (50–76%) of 4‐HB to 1,4‐butanediol (1,4‐BDO) and adipic acid to 1,6‐hexanediol (1,6‐HDO). Likewise, Escherichia coli strains expressing eight different CARs efficiently reduces 4‐HB to 1,4‐BDO with 50–95% conversion, whereas adipic acid is reduced to a mixture of 6‐hydroxyhexanoic acid (6‐HHA) and 1,6‐HDO. Thus, our results illustrate the broad biochemical diversity of bacterial CARs and their compatibility with other enzymes for applications in biocatalysis.

ABSTRACT Xylose is the second most abundant sugar in lignocellulose and can be used as a feedstock for next-generation biofuels by industry. Saccharomyces cerevisiae , one of the main workhorses in biotechnology, is unable to metabolize xylose natively but has been engineered to ferment xylose to ethanol with the xylose reductase (XR) and xylitol dehydrogenase (XDH) genes from Scheffersoymces stipitis . In the scientific literature, the yield and volumetric productivity of xylose fermentation to ethanol in engineered S. cerevisiae still lags S. stipitis , despite expressing of the same XR-XDH genes. These contrasting phenotypes can be due to differences in S. cerevisiae’s redox metabolism that hinders xylose fermentation, differences in S. stipitis’ redox metabolism that promotes xylose fermentation, or both. To help elucidate how S. stipitis ferments xylose, we used flux balance analysis to test various redox balancing mechanisms, reviewed published omics datasets, and studied the phylogeny of key genes in xylose fermentation. In vivo and in silico xylose fermentation cannot be reconciled without NADP phosphatase (NADPase) and NADH kinase. We identified eight candidate genes for NADPase. PHO3.2 was the sole candidate showing evidence of expression during xylose fermentation. Pho3.2p and Pho3p, a recent paralog, were purified and characterized for their substrate preferences. Only Pho3.2p was found to have NADPase activity. Both NADPase and NAD(P)H-dependent XR emerged from recent duplications in a common ancestor of Scheffersoymces and Spathaspora to enable efficient xylose fermentation to ethanol. This study demonstrates the advantages of using metabolic simulations, omics data, bioinformatics, and enzymology to reverse engineer metabolism.

Abstract Analysis of the genes retained in the minimized Mycoplasma JCVI-Syn3A genome established that systems that repair or preempt metabolite damage are essential to life. Several genes with known metabolite damage repair or preemption functions were identified and experimentally validated, including 5-formyltetrahydrofolate cyclo-ligase, CoA disulfide reductase, and certain hydrolases. Furthermore, we discovered that an enigmatic YqeK hydrolase domain fused to NadD has a novel proofreading function in NAD synthesis and could double as a MutT-like sanitizing enzyme for the nucleotide pool. Finally, we combined metabolomics and cheminformatics approaches to extend the core metabolic map of JCVI-Syn3A to include promiscuous enzymatic reactions and spontaneous side reactions. This extension revealed that several key metabolite damage-control systems remain to be identified in JCVI-Syn3A, such as that for methylglyoxal.