Water transport in highly water-permeable membranes is conducted by water-selective pores--namely, water channels. The recent cloning of water channels revealed the water-selective characteristics of these proteins when expressed in Xenopus oocytes or reconstituted in liposomes. Currently, it is assumed that the function of water channels is to transport only water. We now report the cloning of a member of the water channel that also transports nonionic small molecules such as urea and glycerol. We named this channel aquaporin 3 (AQP3) for its predominant water permeability. AQP3 has amino acid sequence identity with major intrinsic protein (MIP) family proteins including AQP-channel-forming integral membrane protein, AQP-collecting duct, MIP, AQP-gamma tonoplast intrinsic protein, nodulin 26, and glycerol facilitator (33-42%). Thus, AQP3 is an additional member of the MIP family. Osmotic water permeability of Xenopus oocytes measured by videomicroscopy was 10-fold higher in oocytes injected with AQP3 transcript than with water-injected oocytes. The increase in osmotic water permeability was inhibited by HgCl2, and this effect was reversed by a reducing agent, 2-mercaptoethanol. Although to a smaller degree, AQP3 also facilitated the transport of nonionic small solutes such as urea and glycerol, while the previously cloned water channels are permeable only to water when expressed in Xenopus oocytes. AQP3 mRNA was expressed abundantly in kidney medulla and colon. In kidney, it was exclusively immunolocalized at the basolateral membrane of collecting duct cells. AQP3 may function as a water and urea exit mechanism in antidiuresis in collecting duct cells.

Lysine 9 di-methylation and lysine 27 tri-methylation of histone H3 (H3K9me2 and H3K27me3) are generally linked to gene repression. However, the functions of repressive histone methylation dynamics during inflammatory responses remain enigmatic. We found that tumor necrosis factor (TNF)-α rapidly induces the co-occupancy of lysine demethylases 7A (KDM7A) and 6A (UTX) with nuclear factor kappa-B (NF-κB) recruited elements in human endothelial cells. KDM7A and UTX demethylate H3K9me2 and H3K27me3, respectively, and both are required for activation of NF-κB-dependent inflammatory genes. Chromosome conformation capture-based methods demonstrated increased interactions between TNF-α-induced super enhancers at NF-κB-relevant loci, coinciding with KDM7A- and UTX-recruitment. Simultaneous inhibition of KDM7A and UTX significantly reduced leukocyte adhesion in mice, establishing the biological and potential translational relevance of this mechanism. Collectively, these findings suggest that rapid erasure of repressive histone marks by KDM7A and UTX is essential for NF-κB-dependent regulation of genes that control inflammatory responses of endothelial cells.

Temporal and spatial colinear expression of the Hox genes determines the specification of positional identities during vertebrate development. Post-translational modifications of histones contribute to transcriptional regulation. Lysine demethylase 7A (Kdm7a) demethylates lysine 9 di-methylation of histone H3 (H3K9me2) and participates in the transcriptional activation of developmental genes. However, the role of Kdm7a during mouse embryonic development remains to be elucidated. Here, we show that Kdm7a-/- mouse exhibits an anterior homeotic transformation of the axial skeleton, including an increased number of presacral elements. Importantly, posterior Hox genes (caudally from Hox9 ) are specifically downregulated in the Kdm7a-/- embryo, which correlates with increased levels of H3K9me2. These observations suggest that Kdm7a controls the transcription of posterior Hox genes, likely via its demethylating activity, and thereby regulating the murine anterior-posterior development. Such epigenetic regulatory mechanisms may be harnessed for the proper control of coordinate body patterning in vertebrates.

Hypertrophic cardiomyopathy (HCM) is a hereditary disease characterized by cardiac hypertrophy with diastolic dysfunction. Gene mutations causing HCM have been found in about half of the patients, while the genetic etiology and pathogenesis remain unknown for many cases of HCM. To identify novel mechanisms underlying HCM pathogenesis, we generated a cardiovascular-mutant medaka fish non-spring heart ( nsh ), which showed diastolic dysfunction and hypertrophic myocardium. The nsh homozygotes had fewer myofibrils, disrupted sarcomeres and expressed pathologically stiffer titin isoforms. In addition, the nsh heterozygotes showed M-line disassembly that is similar to the pathological changes found in HCM. Positional cloning revealed a missense mutation in an immunoglobulin (Ig) domain located in the M-line-A-band transition zone of titin. Screening of mutations in 96 unrelated patients with familial HCM, who had no previously implicated mutations in known sarcomeric gene candidates, identified two mutations in Ig domains close to the M-line region of titin. In vitro studies revealed that the mutations found in both medaka fish and in familial HCM increased binding of titin to muscle-specific ring finger protein 1 (MURF1) and enhanced titin degradation by ubiquitination. These findings implicate an impaired interaction between titin and MURF1 as a novel mechanism underlying the pathogenesis of HCM.