Like sialylation, fucose usually locates at the non-reducing ends of various glycans on glycoproteins and constitutes important glycan epitopes. Detecting the substrate glycans of fucosyltransferases is important for understanding how these glycan epitopes are regulated in response to different growth conditions and external stimuli. Here we report the detection of these glycans via enzymatic incorporation of fluorescent tagged fucose using fucosyltransferases including FUT2, FUT6, FUT7, and FUT8 and FUT9. More specifically, we describe the detection of substrate glycans of FUT8 and FUT9 on therapeutic antibodies and the detection of high mannose glycans on glycoproteins by enzymatic conversion of high mannose glycans to the substrate glycans of FUT8. By establishing a series of precursor glycans, we also demonstrate the substrate specificities of FUT8. Furthermore, using simultaneous enzymatic incorporation of both fluorescent sialic acids and fluorescent fucoses, we demonstrate the interplay between fucosylation and sialylation.

Heparan sulfate (HS) is a polysaccharide fundamentally important for biologically activities. T/Tn antigens are universal carbohydrate cancer markers. Here, we report the specific imaging of these carbohydrates using a mesenchymal stem cell line and human umbilical vein endothelial cells (HUVEC). The staining specificities were demonstrated by comparing imaging of different glycans and validated by either removal of target glycans, which results in loss of signal, or installation of target glycans, which results in gain of signal. As controls, representative key glycans including O-GlcNAc, lactosaminyl glycans and hyaluronan were also imaged. HS staining revealed novel architectural features of the extracellular matrix (ECM) of HUVEC cells. Results from T/Tn antigen staining suggest that O-GalNAcylation is a rate-limiting step for O-glycan synthesis. Overall, these highly specific approaches for HS and T/Tn antigen imaging should greatly facilitate the detection and functional characterization of these biologically important glycans.

Macrophages show high plasticity and play a vital role in the progression of metabolic dysfunction-associated steatohepatitis (MASH).X-box binding protein 1 (XBP1), a key sensor of the unfolded protein response, can modulate macrophage-mediated pro-inflammatory responses in the pathogenesis of MASH.However, how XBP1 influences macrophage plasticity and promotes MASH progression remains unclear.Herein, we formulated an Xbp1 siRNA delivery system based on folic acid modified D-α-tocopheryl polyethylene glycol 1000 succinate nanoparticles (FT@XBP1) to explore the precise role of macrophage-specific Xbp1 deficiency in the progression of MASH.FT@XBP1 was specifically internalized into hepatic macrophages and subsequently inhibited the expression of spliced XBP1 both in vitro and in vivo.It promoted M1-phenotype macrophage repolarization to M2 macrophages, reduced the release of pro-inflammatory factors, and alleviated hepatic steatosis, liver injury, and fibrosis in mice with fat-, fructose-and cholesterol-rich diet-induced MASH.Mechanistically, FT@XBP1 promoted macrophage polarization toward the M2 phenotype and enhanced the release of exosomes that could inhibit the activation of hepatic stellate cells.A promising macrophage-targeted siRNA delivery system was revealed to pave a promising strategy in the treatment of MASH.

Cells are covered with glycans. The expression and distribution of specific glycans on cell surface are important for various cellular functions. Imaging these glycans is essential to elucidate their biological roles. Here, utilizing enzymatic incorporation of fluorophore-conjugated sialic acids, dubbed as direct fluorescent glycan labeling (DFGL), we report the imaging of N- and O-glycans and particularly tumor specific sialyl T antigen on HeLa cells. It is found that while Core-1 O-glycans are relatively evenly distributed on cells, the expression of N-glycans tend to be more peripheral. More interestingly, the expression of sialyl T antigen displays random and sporadic patterns. In technique side, DFGL allows convenient labeling or imaging of various glycans on intact glycoproteins or cell surfaces with variety of fluorescent dyes.

ABSTRACT O -GlcNAcylation is a reversible serine/threonine glycosylation on cytosolic and nuclear proteins that are involved in various regulatory pathways. However, the detection and quantification of O -GlcNAcylation substrates have been challenging. Here we report a highly efficient method for the identification of O -GlcNAc modification via tandem glycan labeling, in which O -GlcNAc is first galactosylated and then sialylated with a fluorophore-conjugated sialic acid residue, therefore enabling highly sensitive fluorescent detection. The method is validated on various proteins that are known to be modified by O -GlcNAcylation including CK2, NOD2, SREBP1c, AKT1, PKM and PFKFB3, and on the nuclear extract of HEK293 cells. Using this method, we then report the evidence that hypoxia-inducible factor HIF1α is a target for O -GlcNAcylation, suggesting a potential direct connection between the metabolic O -GlcNAc pathway and the hypoxia pathway.

Abstract Glycosylation is the most common post-translational modification and has myriad biological functions. However, glycan analysis and research has always been a challenge. Here, we would like to present new techniques of glycan fingerprinting based on enzymatic fluorescent labeling and gel electrophoresis. The method is illustrated on SARS-2 spike (S) glycoproteins. SARS-2, a novel coronavirus and the causative agent of COVID-19 pandemic, has devastated the world since the end of 2019. To obtain the N-glycan fingerprint of a S protein, glycans released from the protein are first labeled through enzymatic incorporation of fluorophore-conjugated sialic acid or fucose, and then separated on acrylamide gel through electrophoresis, and finally visualized with a fluorescent imager. To identify the labeled glycans of a fingerprint, glycan standards and glycan ladders that are enzymatically generated are run alongside the samples as references. By comparing the mobility of a labeled glycan to that of a glycan standard, the identity of glycans maybe determined. Due to lack of enzyme for broad O-glycans releasing, O-glycans on the RBD protein are labeled with fluorescent sialic acid and digested with trypsin to obtain labeled glycan peptides that are then separated on gel. Glycan fingerprinting could serve as a quick way for global assessment of the glycosylation of a glycoprotein.