A major challenge facing the genetics of Autism Spectrum Disorders (ASD) is the large and growing number of candidate risk genes and gene variants of unknown functional significance. Here, we used Caenorhabditis elegans to systematically functionally characterize ASD-associated genes in vivo. Using our custom machine vision system we quantified 26 phenotypes spanning morphology, locomotion, tactile sensitivity, and habituation learning in 87 strains each carrying a mutation in an ortholog of an ASD-associated gene. We identified hundreds of novel genotype-phenotype relationships ranging from severe developmental delays and uncoordinated movement to subtle deficits in sensory and learning behaviors. We clustered genes by similarity in phenomic profiles and used epistasis analysis to discover parallel networks centered on CHD8 (chd-7) and NLGN3 (nlg-1) that underlie mechanosensory hyper-responsivity and impaired habituation learning. We then leveraged our data for in vivo functional assays to gauge missense variant effect. Expression of wild-type NLG-1 in nlg-1 mutant C. elegans rescued their sensory and learning impairments. Testing the rescuing ability of all conserved ASD-associated neuroligin variants revealed varied partial loss-of function despite proper subcellular localization. Finally, we used CRISPR-Cas9 auxin inducible degradation to determine that phenotypic abnormalities caused by developmental loss of NLG-1 can be reversed by adult expression. This work charts the phenotypic landscape of ASD-associated genes, offers novel in vivo variant functional assays, and potential therapeutic targets for ASD.

Advances in sequencing technology have led to an explosion in the number of known genetic variants of human genes. A major challenge is to now determine which of these variants contribute to diseases as a result of their effect on gene function. Here we describe a generic approach using the yeast Saccharomyces cerevisiae to quickly develop gene-specific in vivo assays that can be used to quantify the level of function of a genetic variant. Using Synthetic Dosage Lethality screening, “sentinel” yeast strains are identified that are sensitive to overexpression of a human disease gene. Variants of the gene can then be functionalized in high-throughput fashion through simple growth assays using either solid or liquid media. Sentinel Interaction Mapping (SIM) has the potential to create functional assays for the large majority of human disease genes that do not have a yeast orthologue. Using the tumour suppressor gene PTEN as an example, we show that SIM assays can provide a fast and economical means to screen a large number of genetic variants.

Functional variomics provides the foundation for personalized medicine by linking genetic variation to disease expression, outcome and treatment, yet its utility is dependent on appropriate assays to evaluate mutation impact on protein function. To fully assess the effects of 106 missense and nonsense variants of PTEN associated with autism spectrum disorder, somatic cancer and PHTS, we take a deep phenotypic profiling approach using 18 assays in 5 model systems spanning diverse cellular environments ranging from molecular function to neuronal morphogenesis and behavior. Variants inducing instability occurred across the protein, resulting in partial to complete loss of function (LoF), which was well correlated across models. However, assays were selectively sensitive to variants located in substrate binding and catalytic domains, which exhibited complete LoF or dominant negativity independent of effects on stability. Our results indicate that full characterization of variant impact requires assays sensitive to instability and a range of protein functions.

SYNGAP1 is a Ras and Rap GTPase with important roles in regulating excitatory synaptic plasticity. While many SYNGAP1 missense and nonsense mutations have been associated with intellectual disability, epilepsy, schizophrenia and autism spectrum disorder (ASD), there are many variants of unknown significance (VUS). In this report, we characterize 58 variants in nine assays that examine multiple aspects of SYNGAP1 function. Specifically, we used multiplex phospho-flow cytometry to measure the impact of variants on pERK, pGSK3β and pCREB and high-content imaging to examine their subcellular localization. We find variants ranging from complete loss-of-function (LoF) to wildtype (WT)-like in their ability to regulate pERK and pGSK3β, while all variants retain at least partial ability to regulate pCREB. Interestingly, our assays reveal that a high percentage of variants located within the disordered domain of unknown function that makes up the C-terminal half of SYNGAP1 exhibited LoF, compared to the more well studied catalytic domain. Moreover, we find protein instability to be a major contributor to dysfunction only for two missense variants both located within the catalytic domain. Using high-content imaging, we find variants with nuclear enrichment/exclusion and aberrant nuclear speckle localization. These variants are primarily located within the C2 domain known to mediate membrane lipid interactions. We find that mislocalization is distinct from altered catalytic activity, highlighting multiple independent molecular mechanisms underlying variant dysfunction. Our multidimensional dataset allows clustering of variants based on functional phenotypes and provides high-confidence pathogenicity classification.### Competing Interest StatementThe authors have declared no competing interest.