Females across many internally fertilising taxa store sperm, often in specialised storage organs in their reproductive tracts. In birds, several hundred sperm storage tubules exist in the utero-vaginal junction of the oviduct and there is growing evidence that sperm storage in these tubules is selective. The mechanisms underlying female sperm storage in birds remain unknown due to our limited ability to make three dimensional, live observations inside the large, muscular avian oviduct. Here, we describe a new application of fluorescence selective plane illumination microscopy to optically section oviduct tissue from zebra finch Taeniopygia guttata females label-free, by harnessing tissue autofluorescence. Our data provide the first description of the 3D structure of sperm storage organs in any vertebrate and reveal the presence of gate-like constricted openings that may play a role in sperm selection.Statement of Significance Female birds can store sperm in microscopic tubular structures in their reproductive tract for up to several months, depending on species. Studying these sperm storage tubules has been a major challenge due to the muscular and opaque nature of reproductive tracts in birds. We have developed a new method for imaging live reproductive tract tissue using selective plane illumination microscopy, a fluorescence microscopy technique. From these images, we could extract three-dimensional measurements of sperm storage tubules and found these structures to have a gate-like constriction, providing evidence that females can actively select sperm at storage and ultimately influence the paternity of her offspring. Understanding these reproductive adaptations can help improve captive breeding programs and similar conservation strategies.

Microbial activity in planktonic systems creates a dynamic and heterogeneous microscale seascape that harbours a diverse community of microorganisms and ecological interactions of global significance. Over recent decades a great deal of effort has been put into understanding this complex system, particularly focusing on the role of chemical patchiness, while overlooking a governing feature of microbial life affected by biological activity: viscosity. Here we use microrheological techniques to measure viscosity at length scales relevant to microorganisms. Our results reveal the viscous nature and the spatial extent of the phycosphere and show heterogeneity in viscosity at the microscale. Such heterogeneity affects the distribution of chemicals and microorganisms, with pervasive and profound implications for the functioning of the entire planktonic ecosystem.### Competing Interest StatementThe authors have declared no competing interest.

Abstract Biomechanical cues from the extracellular matrix (ECM) are essential for directing many cellular processes, from normal development and repair, to disease progression. To better understand cell-matrix interactions, we have developed a new instrument named ‘OptoRheo’ that combines light sheet fluorescence microscopy with particle tracking microrheology. OptoRheo lets us image cells in 3D as they proliferate over several days while simultaneously sensing the mechanical properties of the surrounding extracellular and pericellular matrix at a sub-cellular length scale. OptoRheo can be used in two operational modalities (with and without an optical trap) to extend the dynamic range of microrheology measurements. We corroborated this by characterising the ECM surrounding live breast cancer cells in two distinct culture systems, cell clusters in 3D hydrogels and spheroids in suspension culture. This cutting-edge instrument will transform the exploration of drug transport through complex cell culture matrices and optimise the design of the next-generation of disease models.

Abstract A common feature of morphogenesis is the formation of three-dimensional structures from the folding of two-dimensional epithelial sheets aided by spatio-temporal cell shape changes at the cellular-level. Studying cell shape dynamics and polarised processes that underpin them, requires orienting cells within the epithelial sheet. In epithelia with highly curved surfaces, assigning cell orientation can be difficult to automate in silico . We present ‘Origami’, a MATLAB-based image analysis pipeline to compute oriented cell shape-features. Our automated method accurately computed cell orientation in regions with opposing curvature in synthetic epithelia and fluorescence images of zebrafish embryos. As proof of concept, we identified different cell shape signatures in the developing zebrafish inner ear, where the epithelium deforms in opposite orientations to form different structures. Origami is designed to be user-friendly and is generally applicable to fluorescence images of curved epithelia.