Tourette's syndrome (TS) is a genetically influenced developmental neuropsychiatric disorder characterized by chronic vocal and motor tics. We studied Slit and Trk-like 1 (SLITRK1) as a candidate gene on chromosome 13q31.1 because of its proximity to a de novo chromosomal inversion in a child with TS. Among 174 unrelated probands, we identified a frameshift mutation and two independent occurrences of the identical variant in the binding site for microRNA hsa-miR-189. These variants were absent from 3600 control chromosomes. SLITRK1 mRNA and hsa-miR-189 showed an overlapping expression pattern in brain regions previously implicated in TS. Wild-type SLITRK1, but not the frameshift mutant, enhanced dendritic growth in primary neuronal cultures. Collectively, these findings support the association of rare SLITRK1 sequence variants with TS.

Summary

 Pyramidal neurons of the neocortex can be subdivided into two major groups: deep- (DL) and upper-layer (UL) neurons. Here we report that the expression of the AT-rich DNA-binding protein Satb2 defines two subclasses of UL neurons: UL1 (Satb2 positive) and UL2 (Satb2 negative). In the absence of Satb2, UL1 neurons lose their identity and activate DL- and UL2-specific genetic programs. UL1 neurons in Satb2 mutants fail to migrate to superficial layers and do not contribute to the corpus callosum but to the corticospinal tract, which is normally populated by DL axons. Ctip2, a gene required for the formation of the corticospinal tract, is ectopically expressed in all UL1 neurons in the absence of Satb2. Satb2 protein interacts with the Ctip2 genomic region and controls chromatin remodeling at this locus. Satb2 therefore is required for the initiation of the UL1-specific genetic program and for the inactivation of DL- and UL2-specific genes.

The identification of genetic loci linked to abnormal cortical development is complicated by genetic heterogeneity, small family sizes and diagnostic classifications that do not reflect molecular pathogenesis. These obstacles have been overcome in a study using whole-exome sequencing. Recessive mutations in the WD repeat domain 62 (WDR62) gene are shown to cause a wide spectrum of seemingly disparate brain abnormalities, including microcephaly, pachygyria and, in one instance, cerebellar hypoplasia. Unlike other known microcephaly genes, WDR62 does not associate with centrosomes; it is predominantly nuclear in localization and is expressed transiently in the neocortex during embryonic neurogenesis. Mapping disease loci that underlie putative Mendelian forms of malformations of cortical development is complicated by genetic heterogeneity, small family sizes and diagnostic classifications that may not reflect molecular pathogenesis. These authors use whole-exome sequencing to identify recessive mutations in WDR62 as the cause of a wide spectrum of severe cerebral cortical malformations. WDR62's nuclear localization to germinal neuroepithelia indicates that cortical malformations can be caused by events during progenitor proliferation and neurogenesis. The development of the human cerebral cortex is an orchestrated process involving the generation of neural progenitors in the periventricular germinal zones, cell proliferation characterized by symmetric and asymmetric mitoses, followed by migration of post-mitotic neurons to their final destinations in six highly ordered, functionally specialized layers1,2. An understanding of the molecular mechanisms guiding these intricate processes is in its infancy, substantially driven by the discovery of rare mutations that cause malformations of cortical development3,4,5,6. Mapping of disease loci in putative Mendelian forms of malformations of cortical development has been hindered by marked locus heterogeneity, small kindred sizes and diagnostic classifications that may not reflect molecular pathogenesis. Here we demonstrate the use of whole-exome sequencing to overcome these obstacles by identifying recessive mutations in WD repeat domain 62 (WDR62) as the cause of a wide spectrum of severe cerebral cortical malformations including microcephaly, pachygyria with cortical thickening as well as hypoplasia of the corpus callosum. Some patients with mutations in WDR62 had evidence of additional abnormalities including lissencephaly, schizencephaly, polymicrogyria and, in one instance, cerebellar hypoplasia, all traits traditionally regarded as distinct entities. In mice and humans, WDR62 transcripts and protein are enriched in neural progenitors within the ventricular and subventricular zones. Expression of WDR62 in the neocortex is transient, spanning the period of embryonic neurogenesis. Unlike other known microcephaly genes, WDR62 does not apparently associate with centrosomes and is predominantly nuclear in localization. These findings unify previously disparate aspects of cerebral cortical development and highlight the use of whole-exome sequencing to identify disease loci in settings in which traditional methods have proved challenging.

Abstract Nestin, an intermediate filament protein widely used as a marker of neural progenitors, was recently found to be expressed transiently in developing cortical neurons in culture and in developing mouse cortex. In young cortical cultures, nestin regulates axonal growth cone morphology. In addition, nestin, which is known to bind the neuronal cdk5/p35 kinase, affects responses to axon guidance cues upstream of cdk5, specifically, to Sema3a. Changes in growth cone morphology require rearrangements of cytoskeletal networks, and changes in microtubules and actin filaments are well studied. In contrast, the roles of intermediate filament proteins in this process are poorly understood, even in cultured neurons. Here, we investigate the molecular mechanism by which nestin affects growth cone morphology and Sema3a sensitivity. We find that nestin selectively facilitates the phosphorylation of the lissencephaly-linked protein doublecortin (DCX) by cdk5/p35, but the phosphorylation of other cdk5 substrates is not affected by nestin. We uncover that this substrate selectivity is based on the ability of nestin to interact with DCX, but not with other cdk5 substrates. Nestin thus creates a selective scaffold for DCX with activated cdk5/p35. Lastly, we use cortical cultures derived from DCX knockout mice to show that the effects of nestin on growth cone morphology and on Sema3a sensitivity are DCX-dependent, thus suggesting a functional role for the DCX-nestin complex in neurons. We propose that nestin changes growth cone behavior by regulating the intracellular kinase signaling environment in developing neurons. The sex of animal subjects is unknown. Significance Statement Nestin, an intermediate filament protein highly expressed in neural progenitors, was recently identified in developing neurons where it regulates growth cone morphology and responsiveness to the guidance cue Sema3a. Changes in growth cone morphology require rearrangements of cytoskeletal networks, but the roles of intermediate filaments in this process are poorly understood. We now report that nestin selectively facilitates phosphorylation of the lissencephaly-linked doublecortin (DCX) by cdk5/p35, but the phosphorylation of other cdk5 substrates is not affected. This substrate selectivity is based on preferential scaffolding of DCX, cdk5, and p35 by nestin. Additionally, we demonstrate a functional role for the DCX-nestin complex in neurons. We propose that nestin changes growth cone behavior by regulating intracellular kinase signaling in developing neurons.

Abstract Histone variants, which can be expressed outside of S-phase and deposited DNA synthesis-independently, provide long-term histone replacement in postmitotic cells, including neurons. Beyond replenishment, histone variants also play active roles in gene regulation by modulating chromatin states or enabling nucleosome turnover. Here, we uncover crucial roles for the histone H3 variant H3.3 in neuronal development. We find that newborn cortical excitatory neurons, which have only just completed replication-coupled deposition of canonical H3.1 and H3.2, substantially accumulate H3.3 immediately post mitosis. Co-deletion of H3.3-encoding genes H3f3a and H3f3b from newly postmitotic neurons abrogates H3.3 accumulation, markedly alters the histone posttranslational modification (PTM) landscape, and causes widespread disruptions to the establishment of the neuronal transcriptome. These changes coincide with developmental phenotypes in neuronal identities and axon projections. Thus, preexisting, replication-dependent histones are insufficient for establishing neuronal chromatin and transcriptome; de novo H3.3 is required. Stage-dependent deletion of H3f3a and H3f3b from (1) cycling neural progenitor cells, (2) neurons immediately post mitosis, or (3) several days later, reveals the first postmitotic days to be a critical window for de novo H3.3. After H3.3 accumulation within this developmental window, co-deletion of H3f3a and H3f3b does not lead to immediate H3.3 loss, but causes progressive H3.3 depletion over several months without widespread transcriptional disruptions or cellular phenotypes. Our study thus uncovers key developmental roles for de novo H3.3 in establishing neuronal chromatin, transcriptome, identity, and connectivity immediately post mitosis that are distinct from its role in maintaining total histone H3 levels over the neuronal lifespan. Significance DNA is packaged around histones into chromatin, which compacts the genome, but also restricts access to DNA. Gene transcription thus requires chromatin reorganization that is precisely regulated, including via variant forms of histones. Here, we find that during a critical developmental window for establishing postmitotic neuronal identity, newly generated cortical excitatory neurons substantially accumulate the histone H3 variant H3.3. Conditional deletion of H3.3-encoding genes from new neurons abrogates de novo H3.3 accumulation, and broadly disrupts neuronal histone modifications, gene expression, subtype identity, and axon projections. Thus, preexisting H3 histones are insufficient for establishing neuronal chromatin and transcriptome; de novo H3.3 is essential. This developmental requirement for H3.3 is distinct from H3.3 contribution to long-term maintenance of histones in mature neurons.

Abstract Loss-of-function mutations in chromatin remodeler gene ARID1A are a cause of Coffin-Siris syndrome, a developmental disorder characterized by dysgenesis of corpus callosum. Here, we characterize Arid1a function during cortical development and find unexpectedly selective roles for Arid1a in subplate neurons. Subplate neurons (SPNs), strategically positioned at the interface of cortical grey and white matter, orchestrate multiple developmental processes indispensable for neural circuit wiring. We find that pan-cortical deletion of Arid1a leads to extensive mistargeting of intracortical axons and agenesis of corpus callosum. Sparse Arid1a deletion, however, does not autonomously misroute callosal axons, implicating non-cell autonomous Arid1a functions in axon guidance. Supporting this possibility, the ascending axons of thalamocortical neurons, which are not autonomously affected by cortical Arid1a deletion, are also disrupted in their pathfinding into cortex and innervation of whisker barrels. Coincident with these miswiring phenotypes, which are reminiscent of subplate ablation, we unbiasedly find a selective loss of SPN gene expression following Arid1a deletion. In addition, multiple characteristics of SPNs crucial to their wiring functions, including subplate organization, subplate-thalamocortical axon co-fasciculation (“handshake”), and extracellular matrix, are severely disrupted. To empirically test Arid1a sufficiency in subplate, we generate a cortical plate deletion of Arid1a that spares SPNs. In this model, subplate Arid1a expression is sufficient for subplate-thalamocortical axon co-fasciculation and extracellular matrix assembly. Consistent with these wiring functions, subplate Arid1a sufficiently enables normal callosum formation, thalamocortical axon targeting, and whisker barrel development. Thus, Arid1a is a multifunctional regulator of subplate-dependent guidance mechanisms essential to cortical circuit wiring. Significance The cognitive, perceptive, and motor capabilities of the mammalian cerebral cortex depend on assembly of circuit connectivity during development. Subplate neurons, strategically located at the junction of grey and white matter, orchestrate the wiring of cortical circuits. Using a new approach to study gene necessity and sufficiency in subplate neurons, we uncover an essential role for chromatin remodeler Arid1a in subplate neuron gene expression and axon guidance functions. Cortical deletion of Arid1a disrupts subplate-dependent formation of corpus callosum, targeting of thalamocortical axons, and development of sensory maps. Together, our study identifies Arid1a as a central regulator of subplate-dependent axon pathfinding, establishes subplate function as essential to callosum development, and highlights non-cell autonomous mechanisms in neural circuit formation and disorders thereof.

A growing number of molecules have been identified as regulators of inhibitory synapse development, but whether dysregulated expression of these molecules contribute to brain disorders is poorly understood. Here we show that Down syndrome cell adhesion molecule (Dscam) regulates the inhibition of neocortical pyramidal neurons (PyNs) in an expression-level-dependent fashion. Loss of Dscam impairs inhibitory neuron development and function. In the Ts65Dn mouse model for Down syndrome, where Dscam is overexpressed, GABAergic innervation of cortical PyNs by chandelier and basket cells is increased. Genetic normalization of Dscam expression rescues the excessive GABAergic innervation and the increased inhibition of PyNs. These findings demonstrate excessive GABAergic innervation and inhibition in the neocortex of Down syndrome mouse model and identify Dscam overexpression as the cause. They also implicate dysregulated Dscam levels as a potential pathogenic driver in related neurological disorders.