Abstract Background & Aims Human intestinal epithelial organoids (enteroids and colonoids) are tissue cultures used for understanding the physiology of the intestinal epithelium. Here, we explored the effect on the transcriptome of common variations in culture methods, including extracellular matrix substrate, format, tissue segment, differentiation status, and patient heterogeneity. Methods RNA-sequencing datasets from 251 experiments performed on 35 human enteroid and colonoid lines from 28 patients were aggregated from several groups in the Texas Medical Center. DESeq2 and Gene Set Enrichment Analysis (GSEA) was used to identify differentially expressed genes and enriched of pathways. Results PERMANOVA, Pearson correlations, and dendrogram analysis of all data indicated three tiers of influence of culture methods on transcriptomic variation: substrate (collagen vs. Matrigel) and format (3D, transwell, and monolayer) had the largest effect (7,271-1,305 differentially expressed genes-DEGs); segment of origin (duodenum, jejunum, ileum, colon) and differentiation status had a moderate effect (5,977-420 DEGs), and patient heterogeneity and specific experimental manipulations (e.g., pathogen infection) had the smallest effect. GSEA identified hundreds of pathways that varied between culture methods, such as IL1 cytokine signaling enriched in transwell vs. monolayer cultures, and cholesterol biosynthesis genes enriched in Matrigel vs. collagen cultures. Conclusions Surprisingly large differences in organoid transcriptome were driven by variations in culture methods such as format and substrate, whereas experimental manipulations such as infection had modest effects. These results show that common variations in culture conditions can have large effects on intestinal organoids and should be accounted for when designing experiments and comparing results between laboratories. Our data constitute the largest RNA-seq dataset interrogating human intestinal organoids.

Colorectal cancer (CRC) is the third most common cancer and the third leading cause of cancer death in the United States, causing about 50,000 deaths each year. Growth Factor-Independent 1 (GFI1) is a critical zinc finger transcriptional repressor responsible for controlling secretory cell differentiation in the small intestine and colon. GFI1 plays a significant role in the development of human malignancies, including leukemia, lung cancer and prostate cancer. However, the role of GFI1 in CRC progression is largely unknown. Our results demonstrate that RNA and protein expression of GFI1 are reduced in advanced stages of non-mucinous CRC. Subcutaneous tumor models demonstrated that the re-expression of GFI1 in 4 different human CRC cell lines inhibits tumor growth by 25-60%. To further investigate the role of Gfi1 in de novo colorectal tumorigenesis, we developed transgenic mice harboring a deletion of Gfi1 in the distal intestine driven by the CDX2cre (Gfi1F/F; CDX2cre/+) and crossed them with ApcMin/+ mice (ApcMin/+; Gfi1F/F; CDX2cre/+). Loss of Gfi1 significantly increased the total number of colorectal adenomas compared to littermate controls with an APC mutation alone. Furthermore, we found that compound (ApcMin/+; Gfi1F/F; CDX2cre/+) mice develop both adenomas as well as carcinoid-like tumors expressing the neuroendocrine marker chromogranin A, a feature that has not been previously described in APC-mutant tumors in mice. Collectively, these results demonstrate that Gfi1 deficiency promotes colorectal tumorigenesis, and suggest that loss of Gfi1 may promote formation of carcinoid cancers of the large intestines. Significance: These findings reveal that GFI1 functions as a tumor suppressor gene in colorectal tumorigenesis.

Human intestinal enteroids (HIE) models have contributed significantly to our understanding of diarrheal diseases and other intestinal infections, but their routine culture conditions fail to mimic the mechanical environment of the native intestinal wall. Because the mechanical characteristics of the intestine significantly alter how pathogens interact with the intestinal epithelium, we used different concentrations of polyethylene glycol (PEG) to generate soft (~2 kPa), medium (~10 kPa), and stiff (~100 kPa) hydrogel biomaterial scaffolds. The height of HIEs cultured in monolayers atop these hydrogels was 18 μm whereas HIEs grown on rigid tissue culture surfaces (with stiffness in the GPa range) were 10 μm. Substrate stiffness also influenced the amount of enteroaggregative E. coli (EAEC strain 042) adhered to the HIEs. We quantified a striking difference in adherence pattern; on the medium and soft gels, the bacteria formed clusters of >100 and even >1000 on both duodenal and jejunal HIEs (such as would be found in biofilms), but did not on glass slides and stiff hydrogels. All hydrogel cultured HIEs showed significant enrichment for gene and signaling pathways related to epithelial differentiation, cell junctions and adhesions, extracellular matrix, mucins, and cell signaling compared to the HIEs cultured on rigid tissue culture surfaces. Collectively, these results indicate that the HIE monolayers cultured on the hydrogels are primed for a robust engagement with their mechanical environment, and that the soft hydrogels promote the formation of larger EAEC aggregates, likely through an indirect differential effect on mucus.