SUMMARY Collisions between transcribing RNA polymerases and DNA replication forks are disruptive. The threat of collisions is particularly acute during the rapid early embryonic cell cycles of Drosophila when S phase occupies the entirety of interphase. We hypothesized that collision-avoidance mechanisms safeguard the onset of zygotic transcription in these cycles. To explore this hypothesis, we used real-time imaging of transcriptional events at the onset of each interphase. Endogenously tagged RNA polymerase II (RNAPII) abruptly formed clusters before nascent transcripts accumulated, indicating recruitment prior to transcriptional engagement. Injection of inhibitors of DNA replication prevented RNAPII clustering, blocked formation of foci of the pioneer factor Zelda, and largely prevented expression of transcription reporters. Knockdown of Zelda or the histone acetyltransferase CBP prevented RNAPII cluster formation except at the replication-dependent (RD) histone gene locus. We suggest a model in which the passage of replication forks allows Zelda and a distinct pathway at the RD histone locus to reconfigure chromatin to nucleate RNAPII clustering and promote transcriptional initiation. The replication dependency of these events defers initiation of transcription and ensures that RNA polymerases transcribe behind advancing replication forks. The resulting coordination of transcription and replication explains how early embryos circumvent collisions and promote genome stability.

Summary During infections with malaria parasites P. vivax , patients exhibit rhythmic fevers every 48 hours. These fever cycles correspond with the time parasites take to traverse the Intraerythrocytic Cycle (IEC) and may be guided by a parasite-intrinsic clock. Different species of Plasmodia have cycle times that are multiples of 24 hours, suggesting they may be coordinated with the host circadian clock. We utilized an ex vivo culture of whole blood from patients infected with P. vivax to examine the dynamics of the host circadian transcriptome and the parasite IEC transcriptome. Transcriptome dynamics revealed that the phases of the host circadian cycle and the parasite IEC were correlated across multiple patients, suggesting that the cycles are coupled. In mouse model systems, host-parasite cycle coupling appears to provide a selective advantage for the parasite. Thus, understanding how host and parasite cycles are coupled in humans could enable anti-malarial therapies that disrupt this coupling.

Acquisition of chromatin modifications during embryogenesis distinguishes different regions of an initially naive genome. In many organisms, repetitive DNA is packaged into constitutive heterochromatin that is marked by di/tri methylation of histone H3K9 and the associated protein HP1a. These modifications enforce the unique epigenetic properties of heterochromatin. However, in the early Drosophila melanogaster embryo the heterochromatin lacks these modifications which only appear later when rapid embryonic cell cycles slow down at the Mid-Blastula Transition or MBT. Here we focus on the initial steps restoring heterochromatic modifications in the embryo. We describe the JabbaTrap, a technique for inactivating maternally provided proteins in embryos. Using the JabbaTrap we reveal a major requirement for the methyltransferase Eggless/SetDB1 in the establishment of heterochromatin. In contrast, other methyltransferases contribute minimally. Live-imaging reveals that endogenous Eggless gradually accumulates on chromatin in interphase, but then dissociates in mitosis and its accumulation must restart in the next cell cycle. Cell cycle slowing as the embryo approaches the MBT permits increasing accumulation and action of Eggless at its targets. Experimental manipulation of interphase duration shows that cell cycle speed regulates Eggless. We propose that developmental slowing of the cell cycle times embryonic heterochromatin formation.

Multiple studies have suggested the critical roles of cyclin-dependent kinases (CDKs) as well as a transcription factor (TF) network in generating the robust cell-cycle transcriptional program. However, the precise mechanisms by which these components function together in the gene regulatory network remain unclear. Here we show that the TF network can generate and transmit a pulse of transcription independently of CDK oscillations. The premature firing of the transcriptional pulse is prevented by early G1 inhibitors, including transcriptional corepressors and the E3 ubiquitin ligase complex APCCdh1. We demonstrate that G1 cyclin-CDKs facilitate the activation and accumulation of TF proteins in S/G2/M phases through inhibiting G1 transcriptional corepressors (Whi5 and Stb1) and APCCdh1, thereby promoting the initiation and propagation of the pulse by the TF network. These findings suggest a unique oscillatory mechanism in which global phase-specific transcription emerges from a pulse-generating network that fires once-and-only-once at the start of the cycle.

ABSTRACT Eukaryotic transcription begins with the binding of transcription factors (TFs), which promotes the subsequent recruitment of coactivators and pre-initiation complexes. It is commonly assumed that these factors eventually co-reside in a higher-order structure, allowing distantly bound TFs to activate transcription at core promoters. Here we performed live imaging of endogenously tagged proteins, including the pioneer TF Zelda, the coactivator dBrd4, and RNA polymerase II (RNAPII), in early Drosophila embryos. We show that these factors are sequentially and transiently recruited to discrete clusters during activation of non-histone genes. We present evidence that Zelda acts with the acetyltransferase dCBP to nucleate dBrd4 hubs, which then trigger pre-transcriptional clustering of RNAPII; continuous transcriptional elongation then disperses clusters of dBrd4 and RNAPII. Our results suggest that activation of transcription by eukaryotic TFs involves a succession of distinct biochemical complexes that culminate in a self-limiting burst of transcription.

ABSTRACT In the metazoan S phase, coordinated firing of clusters of origins replicates different parts of the genome in a temporal program. Despite advances, neither the mechanism controlling timing nor that coordinating firing of multiple origins is fully understood. Rif1, an evolutionarily conserved inhibitor of DNA replication, recruits protein phosphatase 1 (PP1) and counteracts firing of origins by S-phase kinases. During the mid-blastula transition (MBT) in Drosophila embryos, Rif1 forms subnuclear hubs at each of the large blocks of satellite sequences and delays their replication. Each Rif1 hub disperses abruptly just prior to the replication of the associated satellite sequences. Here, we show that the level of activity of the S-phase kinase, DDK, accelerated this dispersal program, and that the level of Rif1-recruited PP1 retarded it. Further, Rif1-recruited PP1 supported chromatin association of nearby Rif1. This influence of nearby Rif1 can create a “community effect” counteracting kinase-induced dissociation such that an entire hub of Rif1 undergoes switch-like dispersal at characteristic times that shift in response to the balance of Rif1-PP1 and DDK activities. We propose a model in which the spatiotemporal program of late replication in the MBT embryo is controlled by self-stabilizing Rif1-PP1 hubs, whose abrupt dispersal synchronizes firing of associated late origins. SIGNIFICANCE Seventy years ago, it was discovered that large domains of the eukaryotic genome replicate at different times. Detailed descriptions left significant questions unresolved. How are the many origins in the large domains coordinated to fire in unison? What distinguishes different domains and gives rise to a temporal program? When Drosophila embryos first establish late replication, an inhibitor of DNA replication, Rif1, forms hubs over domains of late replicating DNA. Rif1 recruits protein phosphatase 1 (PP1), which prevents kinases from dispersing Rif1 hubs or activating associated origins. When kinase activity eventually exceeds a hub-specific threshold, the self-stabilization of Rif1-PP1 breaks down, hubs disperse abruptly, and all associated origins are free to initiate.

How the program of periodic cell-cycle transcription is controlled has been debated for several years. Models have ranged from control by a CDK-APC/C oscillator, by a transcription factor (TF) network, or by coupled CDK-APC/C and TF networks. In contrast to current models, a recent study concluded that the cell-cycle transcriptional program is primarily controlled by a CDK-APC/C oscillator with little input from the TF network. This conclusion was largely based on an assumption that substantial drops in transcript levels of network TFs would render them unable to regulate their targets. By combining quantitative modeling and an unbiased analysis of the RNA-seq data, we demonstrate that the data from this recent study are completely consistent with previous reports indicating a critical role of a TF network. Moreover, we report substantial transcript dynamics in cells arrested with intermediate levels of B-cyclins, further supporting the model in which oscillating CDK activity is not required to produce phase-specific transcription.