The three-dimensional solution structure of the complex between calcium-bound calmodulin (Ca 2+ -CaM) and a 26-residue synthetic peptide comprising the CaM binding domain (residues 577 to 602) of skeletal muscle myosin light chain kinase, has been determined using multidimensional heteronuclear filtered and separated nuclear magnetic resonance spectroscopy. The two domains of CaM (residues 6 to 73 and 83 to 146) remain essentially unchanged upon complexation. The long central helix (residues 65 to 93), however, which connects the two domains in the crystal structure of Ca 2+ -CaM, is disrupted into two helices connected by a long flexible loop (residues 74 to 82), thereby enabling the two domains to clamp residues 3 to 21 of the bound peptide, which adopt a helical conformation. The overall structure of the complex is globular, approximating an ellipsoid of dimensions 47 by 32 by 30 angstroms. The helical peptide is located in a hydrophobic channel that passes through the center of the ellipsoid at an angle of ∼45° with its long axis. The complex is mainly stabilized by hydrophobic interactions which, from the CaM side, involve an unusually large number of methionines. Key residues of the peptide are Trp 4 and Phe 17 , which serve to anchor the amino- and carboxyl-terminal halves of the peptide to the carboxyl- and amino-terminal domains of CaM, respectively. Sequence comparisons indicate that a number of peptides that bind CaM with high affinity share this common feature containing either aromatic residues or long-chain hydrophobic ones separated by a stretch of 12 residues, suggesting that they interact with CaM in a similar manner.

ADVERTISEMENT RETURN TO ISSUEPREVArticleNEXTDeviations from the simple two-parameter model-free approach to the interpretation of nitrogen-15 nuclear magnetic relaxation of proteinsG. Marius Clore, Attila Szabo, Ad Bax, Lewis E. Kay, Paul C. Driscoll, and Angela M. GronenbornCite this: J. Am. Chem. Soc. 1990, 112, 12, 4989–4991Publication Date (Print):June 1, 1990Publication History Published online1 May 2002Published inissue 1 June 1990https://pubs.acs.org/doi/10.1021/ja00168a070https://doi.org/10.1021/ja00168a070research-articleACS PublicationsRequest reuse permissionsArticle Views1837Altmetric-Citations876LEARN ABOUT THESE METRICSArticle Views are the COUNTER-compliant sum of full text article downloads since November 2008 (both PDF and HTML) across all institutions and individuals. These metrics are regularly updated to reflect usage leading up to the last few days.Citations are the number of other articles citing this article, calculated by Crossref and updated daily. Find more information about Crossref citation counts.The Altmetric Attention Score is a quantitative measure of the attention that a research article has received online. Clicking on the donut icon will load a page at altmetric.com with additional details about the score and the social media presence for the given article. Find more information on the Altmetric Attention Score and how the score is calculated. Share Add toView InAdd Full Text with ReferenceAdd Description ExportRISCitationCitation and abstractCitation and referencesMore Options Share onFacebookTwitterWechatLinked InRedditEmail Other access optionsGet e-Alertsclose Get e-Alerts

ADVERTISEMENT RETURN TO ISSUEPREVArticleNEXTOvercoming the overlap problem in the assignment of proton NMR spectra of larger proteins by use of three-dimensional heteronuclear proton-nitrogen-15 Hartmann-Hahn-multiple quantum coherence and nuclear Overhauser-multiple quantum coherence spectroscopy: application to interleukin 1.beta.Dominique Marion, Paul C. Driscoll, Lewis E. Kay, Paul T. Wingfield, Ad Bax, Angela M. Gronenborn, and G. Marius CloreCite this: Biochemistry 1989, 28, 15, 6150–6156Publication Date (Print):July 25, 1989Publication History Published online1 May 2002Published inissue 25 July 1989https://pubs.acs.org/doi/10.1021/bi00441a004https://doi.org/10.1021/bi00441a004research-articleACS PublicationsRequest reuse permissionsArticle Views2377Altmetric-Citations622LEARN ABOUT THESE METRICSArticle Views are the COUNTER-compliant sum of full text article downloads since November 2008 (both PDF and HTML) across all institutions and individuals. These metrics are regularly updated to reflect usage leading up to the last few days.Citations are the number of other articles citing this article, calculated by Crossref and updated daily. Find more information about Crossref citation counts.The Altmetric Attention Score is a quantitative measure of the attention that a research article has received online. Clicking on the donut icon will load a page at altmetric.com with additional details about the score and the social media presence for the given article. Find more information on the Altmetric Attention Score and how the score is calculated. Share Add toView InAdd Full Text with ReferenceAdd Description ExportRISCitationCitation and abstractCitation and referencesMore Options Share onFacebookTwitterWechatLinked InRedditEmail Other access optionsGet e-Alertsclose Get e-Alerts

The high-resolution three-dimensional structure of a single immunoglobulin binding domain (B1, which comprises 56 residues including the NH 2 -terminal Met) of protein G from group G Streptococcus has been determined in solution by nuclear magnetic resonance spectroscopy on the basis of 1058 experimental restraints. The average atomic root-mean-square distribution about the mean coordinate positions is 0.27 angstrom (Å) for the backbone atoms, 0.65 Å for all atoms, and 0.39 Å for atoms excluding disordered surface side chains. The structure has no disulfide bridges and is composed of a four-stranded β sheet, on top of which lies a long helix. The central two strands (β1 and β4), comprising the NH2- and COOH-termini, are parallel, and the outer two strands (β2 and β3) are connected by the helix in a +3 x crossover. This novel topology (-1, +3 x , -1), coupled with an extensive hydrogen-bonding network and a tightly packed and buried hydrophobic core, is probably responsible for the extreme thermal stability of this small domain (reversible melting at 87°C).

A new hybrid distance space‐real space method for determining three‐dimensional structures of proteins on the basis of interproton distance restraints is presented. It involves the following steps: (i) the approximate polypeptide fold is obtained by generating a set of substructures comprising only a small subset of atoms by projection from multi‐dimensional distance space into three‐dimensional cartesian coordinate space using a procedure known as ‘embedding’; (ii) all remaining atoms are then added by best fitting extended amino acids one residue at a time to the substructures; (iii) the resulting structures are used as the starting point for real space dynamical simulated annealing calculations. The latter involve heating the system to a high temperature followed by slow cooling in order to overcome potential barriers along the pathway towards the global minimum region. This is carried out by solving Newton's equations of motion. Unlike conventional restrained molecular dynamics, however, the non‐bonded interactions are represented by a simple van der Waals repulsion term. The method is illustrated by calculations on crambin (46 residues) and the globular domain of histone H5 (79 residues). It is shown that the hybrid method is more efficient computationally and samples a larger region of conformational space consistent with the experimental data than full metric matrix distance geometry calculations alone, particularly for large systems.

The structure of the HIV-1 capsid is analysed by cryo-electron microscopy and cryo-electron tomography, allowing presentation of an all-atom molecular dynamics model of the entire capsid. Human immunodeficiency virus-1 (HIV-1), the predominant AIDS virus, contains a spheroidal capsid enclosing the viral RNA genome. As the retrovirus matures, the capsid forms through spontaneous oligomerization of the capsid protein CA. Using cryo-electron microscopy and cryo-electron tomography, combined with all-atom large-scale molecular dynamics simulations, Gongpu Zhao et al. have determined a complete atomic structure of the HIV-1 capsid. The resulting structural models reveal elements that are essential for capsid formation, stability and viral infectivity. Of special interest are the hydrophobic interactions evident in a novel three-fold interface between the carboxy-terminal domains of CA protein, a feature that appears to be unique to the mature capsid and which has previously been suggested as a potentially attractive therapeutic target. Retroviral capsid proteins are conserved structurally but assemble into different morphologies1. The mature human immunodeficiency virus-1 (HIV-1) capsid is best described by a ‘fullerene cone’ model2,3, in which hexamers of the capsid protein are linked to form a hexagonal surface lattice that is closed by incorporating 12 capsid-protein pentamers. HIV-1 capsid protein contains an amino-terminal domain (NTD) comprising seven α-helices and a β-hairpin4,5, a carboxy-terminal domain (CTD) comprising four α-helices6,7, and a flexible linker with a 310-helix connecting the two structural domains8. Structures of the capsid-protein assembly units have been determined by X-ray crystallography9,10; however, structural information regarding the assembled capsid and the contacts between the assembly units is incomplete. Here we report the cryo-electron microscopy structure of a tubular HIV-1 capsid-protein assembly at 8 Å resolution and the three-dimensional structure of a native HIV-1 core by cryo-electron tomography. The structure of the tubular assembly shows, at the three-fold interface11, a three-helix bundle with critical hydrophobic interactions. Mutagenesis studies confirm that hydrophobic residues in the centre of the three-helix bundle are crucial for capsid assembly and stability, and for viral infectivity. The cryo-electron-microscopy structures enable modelling by large-scale molecular dynamics simulation, resulting in all-atom models for the hexamer-of-hexamer and pentamer-of-hexamer elements as well as for the entire capsid. Incorporation of pentamers results in closer trimer contacts and induces acute surface curvature. The complete atomic HIV-1 capsid model provides a platform for further studies of capsid function and for targeted pharmacological intervention.

Centrioles are key eukaryotic organelles that are responsible for the formation of cilia and flagella, and for organizing the microtubule network and the mitotic spindle in animals. Centriole assembly requires oligomerization of the essential protein spindle assembly abnormal 6 (SAS-6), which forms a structural scaffold templating the organization of further organelle components. A dimerization interaction between SAS-6 N-terminal "head" domains was previously shown to be essential for protein oligomerization in vitro and for function in centriole assembly. Here, we developed a pharmacophore model allowing us to assemble a library of low-molecular-weight ligands predicted to bind the SAS-6 head domain and inhibit protein oligomerization. We demonstrate using NMR spectroscopy that a ligand from this family binds at the head domain dimerization site of algae, nematode, and human SAS-6 variants, but also that another ligand specifically recognizes human SAS-6. Atomistic molecular dynamics simulations starting from SAS-6 head domain crystallographic structures, including that of the human head domain which we now resolve, suggest that ligand specificity derives from favorable Van der Waals interactions with a hydrophobic cavity at the dimerization site.

The cell wall fulfils several functions in the biology of fungi. For instance, it provides mechanical strength, interacts with the (a)biotic environment, and acts as a molecular sieve. Recently, it was shown that proteins and β-glucans in the cell wall of Schizophyllum commune bind Cu2+. We here show that the cell wall of this mushroom forming fungus also binds other (micro-)nutrients. Ca2+, Mg2+, Mn2+, NO3–, PO43-, and SO42- bound at levels > 1 mg per gram dry weight cell wall, while binding of BO3-, Cu2+, Zn2+ and MoO42- was lower. Sorption of Ca2+, Mn2+, Zn2+ and PO43- was promoted at alkaline pH. These compounds as well as BO33-, Cu2+, Mg2+, NO3–, and SO42- that had bound at pH 4, 6, or 8 could be released from the cell wall at pH 4 with a maximum efficiency of 46–93 %. Solid-state NMR spectroscopy showed that the metals had the same binding sites as Cu2+ when a low concentration of this ion is used. Moreover, data indicate that anions bind to the cell wall as well as to the metal ions. Together, it is shown that the cell wall of S. commune binds various (micro-)nutrients and that this binding is higher than the uptake by hyphae. The binding to the cell wall may be used as a storage mechanism or may reduce availability of these molecules to competitors or prevent toxic influx in the cytoplasm.

A new real space method, based on the principles of simulated annealing, is presented for determining protein structures on the basis of interproton distance restraints derived from NMR data. The method circumvents the folding problem associated with all real space methods described to date, by starting from a completely random array of atoms and introducing the force constants for the covalent, interproton distance and repulsive van der Waals terms in the target function appropriately. The system is simulated at high temperature by solving Newton's equations of motion. As the values of all force constants are very low during the early stages of the simulation, energy barriers between different folds of the protein can be overcome, and the global minimum of the target function is reliably located. Further, because the atoms are initially only weakly coupled, they can move essentially independently to satisfy the restraints. The method is illustrated using two examples of small proteins, namely crambin (46 residues) and potato carboxypeptidase inhibitor (39 residues).

An automated method, based on the principle of simulated annealing, is presented for determining the three-dimensional structures of proteins on the basis of short (<5 Å) interproton distance data derived from nuclear Overhauser enhancement (NOE) measurements. The method makes use of Newton's equations of motion to increase temporarily the temperature of the system in order to search for the global minimum region of a target function comprising purely geometric restraints. These consist of interproton distances supplemented by bond lengths, bond angles, planes and soft van der Waals repulsion terms. The latter replace the dihedral, van der Waals, electrostatic and hydrogen-bonding potentials of the empirical energy function used in molecular dynamics simulations. The method presented involves the implementation of a number of innovations over our previous restrained molecular dynamics approach [Clore,G.M., Brünger,A.T., Karplus,M. and Gronenborn,A.M. (1986) J. Mol. Biol., 191, 523–551]. These include the development of a new effective potential for the interproton distance restraints whose functional form is dependent on the magnitude of the difference between calculated and target values, and the design and implementation of robust and fully automatic protocol. The method is tested on three systems: the model system crambin (46 residues) using X-ray structure derived interproton distance restraints, and potato carboxypeptidase inhibitor (CPI; 39 residues) and barley serine proteinase inhibitor 2 (BSPI-2; 64 residues) using experimentally derived interproton distance restraints. Calculations were carried out starting from the extended strands which had atomic r.m.s. differences of 57, 38 and 33 Å with respect to the crystal structures of BSPI-2, crambin and CPI respectively. Unbiased sampling of the conformational space consistent with the restraints was achieved by varying the random number seed used to assign the initial velocities. This ensures that the different trajectories diverge during the early stages of the simulations and only converge later as more and more interproton distance restraints are satisfied. The average backbone atomic r.m.s. difference between the converged structures is 2.2 ± 0.3 Å for crambin (nine structures), 2.4 ± 0.3 Å for CPI (eight structures) and 2.5 ± 0.2 Å for BSPI-2 (five structures). The backbone atomic r.m.s. difference between the mean structures derived by averaging the coordinates of the converged structures and the corresponding X-ray structures is 1.2 Å for crambin, 1.6 Å for CPI and 1.7 Å for BSPI-2.