Abstract There are fundamental differences in the way that neonatal and adult intestines absorb nutrients. In adults, macromolecules are efficiently broken down into simpler molecular components in the lumen of the small intestine, then absorbed. In contrast, neonates are thought to rely more on bulk intake of nutrients and subsequent degradation in the lysosome. Here, we identify the Maf family transcription factors, MafB and cMaf, as markers of terminally-differentiated intestinal enterocytes throughout life. The expression of these factors is regulated by HNF4α/γ, master regulators of the enterocyte cell fate. Loss of Maf factors results in a neonatal-specific failure to thrive and loss of bulk uptake of nutrients. RNA-Seq and CUT&RUN analyses defined an endo-lysosomal program as being downstream of these transcription factors. We demonstrate major transcriptional changes in metabolic pathways, including fatty acid oxidation and increases in peroxisome number in response to loss of Mafs. Finally, we show that deletion of Blimp1, which represses adult enterocyte genes in the neonatal gut, shows highly overlapping changes in gene expression and similar defects in nutrient uptake. This work defines transcriptional regulators that are necessary for bulk uptake in neonatal enterocytes.

While numerous technologies for the characterization of potential off-target editing by CRISPR/Cas9 have been described, the development of new technologies and analytical methods for off-target recombination by Large Serine Integrases (LSIs) are required to advance the application of LSIs for therapeutic gene integration. Here we describe a suite of off-target recombination discovery technologies and a hybrid capture validation approach as a comprehensive framework for off-target characterization of LSIs. HIDE- Seq (High-throughput Integrase-mediated DNA Event Sequencing) is a PCR-free unbiased genome-wide biochemical assay capable of discovering sites with LSI- mediated free DNA ends (FDEs) and off-target recombination events. Cryptic-Seq is a PCR-based unbiased genome-wide biochemical or cellular-based assay that is more sensitive than HIDE-Seq but is limited to the discovery of sites with off-target recombination. HIDE-Seq and Cryptic-Seq discovered 38 and 44,311 potential off-target sites respectively. 2,455 sites were prioritized for validation by hybrid capture NGS in LSI-edited K562 cells and off-target integration was detected at 52 of the sites. We benchmarked the sensitivity of our LSI off-target characterization framework against unbiased whole genome sequencing (WGS) on LSI-edited samples, and off-target integration was detected at 5 sites with an average genome coverage of 40x. This reflects a greater than 10-fold increase in sensitivity for off-target detection compared to WGS, however only 4 of the 5 sites detected by WGS were also validated by hybrid capture NGS. The dissemination of these technologies will help advance the application of LSIs in therapeutic genome editing by establishing methods and benchmarks for the sensitivity of off-target detection.

Fragile X mental retardation 1 (FMR1) encodes the RNA binding protein FMRP. Loss of FMRP drives Fragile X syndrome (FXS), the leading inherited cause of intellectual disability and a leading monogenic cause of autism. Cortical hyperexcitability is a hallmark of FXS, however, the underlying mechanisms reported, including alterations in synaptic transmission and ion channel expression and properties, are heterogeneous and at times contradictory. Here, we generated isogenic FMR1y/+ and FMR1y/- human pluripotent stem cell (hPSC) lines using CRISPR-Cas9, differentiated these stem cell tools into excitatory cortical neurons and systematically assessed the impact of FMRP loss on intrinsic membrane and synaptic properties over the course of in vitro differentiation. Using whole-cell patch clamp analyses at five separate time-points, we observed significant changes in multiple metrics following FMRP loss, including decreased membrane resistance, increased capacitance, decreased action potential half-width and higher maximum frequency, consistent with FMR1y/- neurons overall showing an increased intrinsic membrane excitability compared with age-matched FMR1y/+ controls. Surprisingly, a majority of these changes emerged early during in vitro differentiation and some were not stable over time. Although we detected significant differences in intrinsic properties, no discernable alterations were observed in synaptic transmission. Collectively, this study provides a new isogenic hPSC model to study the mechanisms of FMR1 gene function, identifies electrophysiological impacts of FMRP loss on human excitatory cortical neurons over time in vitro, and underscores that early developmental changes to intrinsic membrane properties may be a critical cellular pathology contributing to cortical hyperexcitability in FXS.

Abstract To study how the 22q11.2 deletion predisposes to psychiatric disease, we generated induced pluripotent stem cells from deletion carriers and controls, as well as utilized CRISPR/Cas9 to introduce the heterozygous deletion into a control cell line. Upon differentiation into neural progenitor cells, we found the deletion acted in trans to alter the abundance of transcripts associated with risk for neurodevelopmental disorders including Autism Spectrum Disorder. In more differentiated excitatory neurons, altered transcripts encoded presynaptic factors and were associated with genetic risk for schizophrenia, including common (per-SNP heritability p ( τ c )= 4.2 x 10 -6 ) and rare, loss of function variants (p = 1.29×10 -12 ). These findings suggest a potential relationship between cellular states, developmental windows and susceptibility to psychiatric conditions with different ages of onset. To understand how the deletion contributed to these observed changes in gene expression, we developed and applied PPItools, which identifies the minimal protein-protein interaction network that best explains an observed set of gene expression alterations. We found that many of the genes in the 22q11.2 interval interact in presynaptic, proteasome, and JUN/FOS transcriptional pathways that underlie the broader alterations in psychiatric risk gene expression we identified. Our findings suggest that the 22q11.2 deletion impacts genes and pathways that may converge with risk loci implicated by psychiatric genetic studies to influence disease manifestation in each deletion carrier.