Abstract Interleukin-12 (IL-12) is a potent driver of type 1 immunity. Paradoxically, in autoimmune conditions, including of the CNS, IL-12 reduces inflammation. The underlying mechanism behind these opposing properties and the involved cellular players remain elusive. Here we map IL-12 receptor (IL-12R) expression to NK and T cells as well as neurons and oligodendrocytes. Conditionally ablating the IL-12R across these cell types in adult mice and assessing their susceptibility to experimental autoimmune encephalomyelitis revealed that the neuroprotective role of IL-12 is mediated by neuroectoderm-derived cells, specifically neurons, and not immune cells. In human brain tissue from donors with multiple sclerosis, we observe an IL-12R distribution comparable to mice, suggesting similar mechanisms in mice and humans. Combining flow cytometry, bulk and single-nucleus RNA sequencing, we reveal an IL-12-induced neuroprotective tissue adaption preventing early neurodegeneration and sustaining trophic factor release during neuroinflammation, thereby maintaining CNS integrity in mice.

Abstract IL-12 is a well-established driver of type 1 immune responses. Paradoxically, in several autoimmune conditions including neuroinflammation, IL-12 reduces pathology and exhibits regulatory properties. Yet, the mechanism and the involved cellular players behind this immune regulation remain elusive. To identify the IL-12-responsive elements which prevent immunopathology, we generated mouse models lacking a functional IL-12 receptor either in all cells or in specific populations within the immune or central nervous system (CNS) compartments, and induced experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE), which models human Multiple Sclerosis (MS). This revealed that the CNS tissue-protective features of IL-12 are mediated by cells of the neuroectoderm, and not immune cells. Importantly, sections of brain from patients with MS show comparable patterns of expression, indicating parallel mechanisms in humans. By combining spectral flow cytometry, bulk and single-nucleus RNA sequencing, we uncovered an IL-12-induced neuroprotective adaption of the neuroectoderm critically involved in maintaining CNS tissue integrity during inflammation.

Abstract Microglia interact with neurons to facilitate synapse plasticity; however, signal transducers between microglia and neuron remain unknown. Here, using in vitro organotypic hippocampal slice cultures and transient MCAO in genetically-engineered mice in vivo , we report that at 24 h post-ischemia microglia release BDNF to downregulate glutamatergic and GABAergic synapses within the peri-infarct area. Analysis of the CA1 hippocampal formation in vitro shows that proBDNF and mBDNF downregulate glutamatergic dendritic spines and gephyrin scaffold stability through p75 NTR and TrkB receptors respectively. Post-MCAO, we report that in the peri- infarct area and in the corresponding contralateral hemisphere similar neuroplasticity occur through microglia activation and gephyrin phosphorylation at Ser268, Ser270 in vivo . Targeted deletion of the Bdnf gene in microglia or Gphn S268A/S270A (phospho-null) point-mutations protect against ischemic brain damage, neuroinflamation and synapse downregulation normally seen post-MCAO. Collectively, we report that gephyrin phosphorylation and microglia derived BDNF faciliate synapse plasticity after transient ischemia.

Abstract A diverse set of GABA A receptors (GABA A Rs) enable synaptic plasticity adaptations at inhibitory postsynaptic sites in collaboration with the scaffolding protein gephyrin. Early studies helped to identify distinctions between GABA A R subtypes allocated within specific functional circuits, but their contribution to the changing dynamics of a microcircuit remains unclear. Here, using the whisker-barrel system in mouse, we assessed the contribution of specific synaptic GABA A R subtypes and gephyrin scaffolding changes to sensory processing in vivo . We monitored spontaneous and evoked Ca 2+ transients in layer 2/3 pyramidal cells with the genetically encoded Ca 2+ sensor RCaMP1.07. Using Gabra1 or Gabra2 global and conditional knockout mice, we uncovered that α1- and α2-GABA A Rs determine the sparseness of L2/3 pyramidal neuron encoding. In a cell-type dependent manner, α1-GABA A Rs and α2-GABA A Rs affected neuronal excitability and the reliability of neuronal responses after whisker stimulation. We also discerned that gephyrin with its diverse post-translational modifications (PTMs) shows preference for specific GABA A R subtype to facilitate microcircuit activity. Our results underscore the relevance of the diversity of GABA A Rs within a cortical microcircuit. Key points While GABAergic inhibition from interneuron subtypes regulates cortical microcircuit activity the molecular determinants have remain unclear. We demonstrate that specific-GABA A receptor subtypes contribute differentially to layer 2/3 neuronal activities in mouse barrel cortex. Importantly, we link the GABAAR contributions to the scaffolding properties of its important postsynaptic density protein gephyrin. We show that different PTMs on gephyrin determines neuronal excitability via GABAAR recruitment and modulation of inhibition within layer 2/3 neurons. Specifically, α1 and α2 subunits containing GABA A receptors, along with their scaffolding protein gephyrin determine the distribution of high, medium and low activity pyramidal neurons during sensory encoding, whereby controlling the total activity of cortical microcircuit.

Studying synapses in vivo presents challenges due to the complexity of accurately targeting and visualizing specific synaptic proteins within the brain. Here, we present a protocol for in vivo analysis of pre- and post-synaptic protein function in mice. We describe steps for combining adeno-associated virus (AAV)-mediated gene transfer to manipulate specific neuron subtypes. We also describe immunofluorescence on artificial cerebrospinal fluid (ACSF)-perfused brain sections to enhance the visualization of synaptic proteins. For complete details on the use and execution of this protocol, please refer to Cramer et al.1