New CRISPR-based genome editing technologies are developed to continuedly drive advances in life sciences, which, however, are predominantly derived from systems of Type II CRISPR-Cas9 and Type V CRISPR-Cas12a for eukaryotes. Here we report a novel CRISPR-n(nickase)Cas3 genome editing tool established upon an endogenous Type I system of Zymomonas mobilis . We demonstrate that nCas3 variants can be created by alanine-substituting any catalytic residue of the Cas3 helicase domain. While nCas3 overproduction via plasmid shows severe cytotoxicity; an in situ nCas3 introduces targeted double-strand breaks, facilitating genome editing, without visible cell killing. By harnessing this CRISPR-nCas3, deletion of genes or genomic DNA stretches can be consistently accomplished with near-100% efficiencies, including simultaneous removal of two large genomic fragments. Our work describes the first establishment of a CRISPR-nCas3-based genome editing technology, thereby offering a simple, easy, yet useful approach to convert many endogenous Type I systems into advanced genome editing tools. We envision that many CRISPR-nCas3-based toolkits would be soon available for various industrially important non-model bacteria that carry active Type I systems to facilitate high-throughput prokaryotic engineering.

Establishment of production platform organisms through prokaryotic engineering represents an efficient means to generate alternatives for yielding renewable biochemicals and biofuels from sustainable resources. Zymomonas mobilis, a natural facultative anaerobic ethanologen, possesses many attractive physiological attributes, making it an important industrial microorganism. To facilitate the broad applications of this strain for biorefinery, an efficient genome engineering toolkit for Z. mobilis was established in this study by repurposing the endogenous Type I-F CRISPR-Cas system upon its functional characterization, and further updated. This toolkit includes a series of genome engineering plasmids, each carrying an artificial self-targeting CRISPR and a donor DNA for the recovery of recombinants. Using the updated toolkit, genome engineering purposes were achieved with efficiencies of up to 100%, including knockout of cas3 gene, replacement of cas3 with the mCherry-encoding rfp gene, nucleotide substitutions in cas3, and deletion of two large genomic fragments up to 10 kb. This study established thus far the most efficient, straightforward and convenient genome engineering toolkit for Z. mobilis, and laid a foundation for further native CRISPRi studies in Z. mobilis, which extended the application scope of CRISPR-based technologies, and could also be applied to other industrial microorganisms with unexploited endogenous CRISPR-Cas systems.

Abstract Zymomonas mobilis metabolizes sugar through the Entner-Doudoroff pathway with less ATP generated for lower biomass accumulation and more substrate to product formation with improved yield, since ATP is dissipated predominately through growth for intracellular energy homeostasis, making it a platform to be engineered as microbial cell factories, particularly for producing bulk commodities with major cost from feedstock consumption. ZM401, a self-flocculating mutant, presents advantages for production including cost-effective biomass recovery through gravity sedimentation, self-immobilization within bioreactors for high cell density to improve productivity and enhanced tolerance to environmental stresses for high product titers, but molecular mechanism underlying this phenotype is largely unknown. In this work, we sequenced and assembled the genome of ZM401 to explore genetic basis for the self-flocculation of the bacterial cells through comparative genomic and transcriptomic analyses, molecular docking simulations for enzymes encoded by functional genes and their substrates/activators, and experimental validations. Our results demonstrated that the single nucleotide deletion in ZMO1082 disrupted its stop codon for the putative gene being fused with ZMO1083, which created an exciting gene encoding the subunit A of the bacterial cellulose synthase with unique function for synthesizing cellulose microfibrils to flocculate the bacterial cells, and the single nucleotide mutation in ZMO1055 compromised the function of bifunctional diguanylate cyclase/phosphodiesterase encoded by the gene on the degradation of c-di-GMP for its intracellular accumulation to activate the cellulose biosynthesis. These discoveries are significant not only for optimizing the self-flocculation of Z. mobilis , but also engineering other bacteria with the self-flocculating phenotype for robust production.