The host restriction factor TRIM5α mediates species-specific, early blocks to retrovirus infection; susceptibility to these blocks is determined by viral capsid sequences. Here we demonstrate that TRIM5α variants from Old World monkeys specifically associate with the HIV type 1 (HIV-1) capsid and that this interaction depends on the TRIM5α B30.2 domain. Human and New World monkey TRIM5α proteins associated less efficiently with the HIV-1 capsid, accounting for the lack of restriction in cells of these species. After infection, the expression of a restricting TRIM5α in the target cells correlated with a decrease in the amount of particulate capsid in the cytosol. In some cases, this loss of particulate capsid was accompanied by a detectable increase in soluble capsid protein. Inhibiting the proteasome did not abrogate restriction. Thus, TRIM5α restricts retroviral infection by specifically recognizing the capsid and promoting its rapid, premature disassembly.

There is limited knowledge on the identity of primary CD4(+) T cell subsets selectively targeted by HIV-1 in vivo. In this study, we established a link between HIV permissiveness, phenotype/homing potential, and lineage commitment in primary CD4(+) T cells. CCR4(+)CCR6(+), CCR4(+)CCR6(-), CXCR3(+)CCR6(+), and CXCR3(+)CCR6(-) T cells expressed cytokines and transcription factors specific for Th17, Th2, Th1Th17, and Th1 lineages, respectively. CCR4(+)CCR6(+) and CXCR3(+)CCR6(+) T cells expressed the HIV coreceptors CCR5 and CXCR4 and were permissive to R5 and X4 HIV replication. CCR4(+)CCR6(-) T cells expressed CXCR4 but not CCR5 and were permissive to X4 HIV only. CXCR3(+)CCR6(-) T cells expressed CCR5 and CXCR4 but were relatively resistant to R5 and X4 HIV in vitro. Total CCR6(+) T cells compared with CCR6(-) T cells harbored higher levels of integrated HIV DNA in treatment-naive HIV-infected subjects. The frequency of total CCR6(+) T cells and those of CCR4(+)CCR6(+) and CXCR3(+)CCR6(+) T cells were diminished in chronically infected HIV-positive subjects, despite viral-suppressive therapy. A high-throughput analysis of cytokine profiles identified CXCR3(+)CCR6(+) T cells as a major source of TNF-alpha and CCL20 and demonstrated a decreased TNF-alpha/IL-10 ratio in CXCR3(+)CCR6(-) T cells. Finally, CCR4(+)CCR6(+) and CXCR3(+)CCR6(+) T cells exhibited gut- and lymph node-homing potential. Thus, we identified CCR4(+)CCR6(+) and CXCR3(+)CCR6(+) T cells as highly permissive to HIV replication, with potential to infiltrate and recruit more CCR6(+) T cells into anatomic sites of viral replication. It is necessary that new therapeutic strategies against HIV interfere with viral replication/persistence in discrete CCR6(+) T cell subsets.

Significance Events that occur between entry of the HIV-1 capsid into the cytoplasm of the target cell and the delivery of the viral genetic material into the nucleus constitute some of the less well understood processes in the viral life cycle. We demonstrated that PF74, a small-molecule inhibitor of HIV-1, and the host proteins CPSF6 and NUP153 bind to a preformed pocket within the CA protein hexamers that exist within the assembled capsid. Our results suggest that key features of the CA hexameric lattice remain intact upon docking at the nuclear pore. In addition, low molecular weight ligands that better mimic virus–host, protein–protein interactions at the intersubunit interfaces within the assembled viral capsid may offer novel avenues for therapeutic intervention.

Abstract SAMHD1 is a cellular triphosphohydrolase (dNTPase) proposed to inhibit HIV-1 reverse transcription in non-cycling immune cells by limiting the supply of the dNTP substrates. Yet, phosphorylation of T592 downregulates SAMHD1 antiviral activity, but not its dNTPase function, implying that additional mechanisms contribute to viral restriction. Here, we show that SAMHD1 is SUMOylated on residue K595, a modification that relies on the presence of a proximal SUMO-interacting motif (SIM). Loss of K595 SUMOylation suppresses the restriction activity of SAMHD1, even in the context of the constitutively active phospho-ablative T592A mutant but has no impact on dNTP depletion. Conversely, the artificial fusion of SUMO to a non-SUMOylatable inactive SAMHD1 variant restores its antiviral function. These observations clearly establish that the absence of T592 phosphorylation cannot fully account for the restriction activity of SAMHD1. We find that concomitant SUMOylation of K595 is required to stimulate a dNTPase-independent antiviral activity.

ABSTRACT The core of HIV-1 viruses bearing the capsid change N74D (HIV-1-N74D) do not bind the human protein cleavage and polyadenylation specificity factor subunit 6 (CPSF6). In addition, HIV-1-N74D viruses have altered patterns of integration site preference in human cell lines. In primary human CD4+ T cells, HIV-1-N74D viruses exhibit infectivity defects when compared to wild type. The reason for this loss of infectivity in primary cells is unknown. We first investigated whether loss of CPSF6 binding accounts for the loss of infectivity. Depletion of CPSF6 in human CD4 + T cells did not affect the early stages of wild-type HIV-1 replication, suggesting that defective infectivity in the case of HIV-1-N74D is not due to the loss of CPSF6 binding. Based on our previous result that cyclophilin A (Cyp A) protected HIV-1 from human tripartite motif-containing protein 5α (TRIM5α hu ) restriction in CD4 + T cells, we tested whether TRIM5α hu was involved in the decreased infectivity observed for HIV-1-N74D. Depletion of TRIM5α hu in CD4 + T cells rescued the infectivity of HIV-1-N74D, suggesting that HIV-1-N74D cores interacted with TRIM5α hu . Accordingly, TRIM5α hu binding to HIV-1-N74D cores was increased compared with that of wild-type cores, and consistently, HIV-1-N74D cores lost their ability to bind Cyp A. In conclusion, we showed that the decreased infectivity of HIV-1-N74D in CD4 + T cells is due to a loss of Cyp A protection from TRIM5α hu restriction activity.

HIV-1 particles contain a core formed by ~1500 capsid protein monomers housing viral RNA. HIV-1 core uncoating\---|disassembly\---|is required for infection. HIV-1 reverse transcription (RT) occurs before or during uncoating, but the cellular compartment where RT and uncoating occurs is unknown. Using imaging and biochemical assays to track HIV-1 capsids in nuclei during infection, we demonstrated that higher-order capsid complexes or complete cores containing viral genome are imported into nuclear compartments. Additionally, inhibition of RT that stabilizes the core during infection does not prevent capsid nuclear import; thus, RT may occur in nuclear compartments. We separated infected cells into cytosolic and nuclear fractions to measure RT during infection. Most observable RT intermediates were enriched in nuclear fractions, suggesting that most HIV-1 RT occurs in the nuclear compartment alongside uncoating. Thus, nuclear import precedes RT and uncoating, fundamentally changing our understanding of HIV-1 infection.

Disruption of cyclophilin A (CypA)-capsid interactions affects HIV-1 replication in human lymphocytes. To understand the mechanism, we used Jurkat cells, human PBMCs, and human CD4+ T cells. Our results showed that the inhibition of HIV-1 infection caused by disrupting CypA-capsid interactions is dependent on human TRIM5α (TRIM5αhu), suggesting that TRIM5αhu restricts HIV-1. Accordingly, we found that TRIM5αhu binds to the HIV-1 core. Disruption of CypA-capsid interactions failed to affect HIV-1-A92E infection, correlating with the loss of TRIM5αhu binding to HIV-1-A92E cores. Disruption of CypA-capsid interactions in PBMCs and CD4+ T cells had a greater inhibitory effect on HIV-1 when compared to Jurkat cells. HIV-1-A92E infection of PBMCs and CD4+ T cells was unaffected by disruption of CypA-capsid interactions. Consistent with TRIM5α restriction, disruption of CypA-capsid interactions in CD4+ T cells inhibited reverse transcription. Overall, our results showed that CypA binding to the core protects HIV-1 from TRIM5αhu restriction.