Single-molecule localization microscopy is a powerful tool for visualizing subcellular structures, interactions and protein functions in biological research. However, inhomogeneous refractive indices inside cells and tissues distort the fluorescent signal emitted from single-molecule probes, which rapidly degrades resolution with increasing depth. We propose a method that enables the construction of an in situ 3D response of single emitters directly from single-molecule blinking datasets, and therefore allows their locations to be pinpointed with precision that achieves the Cramér-Rao lower bound and uncompromised fidelity. We demonstrate this method, named in situ PSF retrieval (INSPR), across a range of cellular and tissue architectures, from mitochondrial networks and nuclear pores in mammalian cells to amyloid-β plaques and dendrites in brain tissues and elastic fibers in developing cartilage of mice. This advancement expands the routine applicability of super-resolution microscopy from selected cellular targets near coverslips to intra- and extracellular targets deep inside tissues.

Fluorescence nanoscopy has become an indispensable tool for studying organelle structures, protein dynamics, and interactions in biological sciences. Single-molecule localization microscopy can now routinely achieve 10-50 nm resolution through fluorescently labeled specimens in lateral optical sections. However, visualizing structures organized along the axial direction demands scanning and imaging each of the lateral imaging planes with fine intervals throughout the whole cell. This iterative process suffers from photobleaching of tagged probes, is susceptible to alignment artifacts and also limits the imaging speed. Here, we focused on the axial plane super-resolution imaging which integrated the single-objective light-sheet illumination and axial plane optical imaging with single-molecule localization technique to resolve nanoscale cellular architectures along the axial (or depth) dimension without scanning. We demonstrated that this method is compatible with DNA points accumulation for imaging in nanoscale topography (DNA-PAINT) and exchange-PAINT by virtue of its light-sheet illumination, allowing multiplexed super-resolution imaging throughout the depth of whole cells. We further demonstrated this proposed system by resolving the axial distributions of intracellular organelles such as microtubules, mitochondria, and nuclear pore complexes in both COS-7 cells and glioblastoma patient-derived tumor cells.

ABSTRACT Single-molecule localization microscopy is a powerful tool in visualizing organelle structures, interactions, and protein functions in biological research. However, whole-cell and tissue specimens challenge the achievable resolution and depth of nanoscopy methods. As imaging depth increases, photons emitted by fluorescent probes, the sole source of molecular positions, were scattered and aberrated, resulting in image artifacts and rapidly deteriorating resolution. We propose a method to allow constructing the in situ 3D response of single emitters directly from single-molecule dataset and therefore allow pin-pointing single-molecule locations with limit-achieving precision and uncompromised fidelity through whole cells and tissues. This advancement expands the routine applicability of super-resolution imaging from selected cellular targets near coverslips to intra- and extra-cellular targets deep inside tissues. We demonstrate this across a range of cellular-tissue architectures from mitochondrial networks, microtubules, and nuclear pores in 2D and 3D cultures, amyloid-β plaques in mouse brains to developing cartilage in mouse forelimbs.