Abstract The ability of nucleic acids to form double-stranded structures is essential for all living systems on Earth. While DNA employs it for genome replication, RNA molecules fold into complicated secondary and tertiary structures. Current knowledge on functional RNA structures in human protein-coding genes is focused on locally-occurring base pairs. However, chemical crosslinking and proximity ligation experiments have demonstrated that long-range RNA structures are highly abundant. Here, we present the most complete to-date catalog of conserved long-range RNA structures in the human transcriptome, which consists of 916,360 pairs of conserved complementary regions (PCCRs). PCCRs tend to occur within introns proximally to splice sites, suppress intervening exons, circumscribe circular RNAs, and exert an obstructive effect on cryptic and inactive splice sites. The double-stranded structure of PCCRs is supported by a significant decrease of icSHAPE nucleotide accessibility, high abundance of A-to-I RNA editing sites, and frequent occurrence of forked eCLIP peaks nearby. Introns with PCCRs show a distinct splicing pattern in response to RNA Pol II slowdown suggesting that splicing is widely affected by co-transcriptional RNA folding. Additionally, transcript starts and ends are strongly enriched in regions between complementary parts of PCCRs, leading to an intriguing hypothesis that RNA folding coupled with splicing could mediate co-transcriptional suppression of premature cleavage and polyadenylation events. PCCR detection procedure is highly sensitive with respect to bona fide validated RNA structures at the expense of having a high false positive rate, which cannot be reduced without loss of sensitivity. The catalog of PCCRs is visualized through a UCSC Genome Browser track hub.

A 5', 7-methylguanosine cap is a quintessential feature of RNA polymerase II-transcribed RNAs, and a textbook aspect of co-transcriptional RNA processing. The cap is bound by the cap-binding complex (CBC), canonically consisting of nuclear cap-binding proteins 1 and 2 (NCBP1/2). The CBC has come under renewed investigative interest in recent years due to its participation in RNA-fate decisions via interactions with RNA productive factors as well as with adapters of the degradative RNA exosome - including the proteins SRRT (a.k.a. ARS2) and ZC3H18, and macromolecular assemblies such as the nuclear exosome targeting (NEXT) complex and the poly(A) exosome targeting (PAXT) connection. A novel cap-binding protein, NCBP3, was recently proposed to form an alternative, non-canonical CBC together with NCBP1, and to interact with the canonical CBC along with the protein SRRT. The theme of post-transcriptional RNA fate, and how it relates to co-transcriptional ribonucleoprotein assembly is abundant with complicated, ambiguous, and likely incomplete models. In an effort to clarify the compositions of NCBP1-, 2-, and 3-related macromolecular assemblies, including their intersections and differences, we have applied an affinity capture-based interactome screening approach, where the experimental design and data processing have been modified and updated to identify interactome differences between targets under a range of experimental conditions, in the context of label-free quantitative mass spectrometry. This study generated a comprehensive view of NCBP-protein interactions in the ribonucleoprotein context and demonstrates the potential of our approach to benefit the interpretation of complex biological pathways.### Competing Interest StatementThe authors have declared no competing interest.

Abstract The mammalian Ate1 gene encodes an arginyl transferase enzyme, which is essential for embryogenesis, male meiosis, and regulation of the cytoskeleton. Reduced levels of Ate1 are associated with malignant transformations and serve as a prognostic indicator of prostate cancer metastasis. The tumor suppressor function of Ate1 depends on the inclusion of one of the two mutually exclusive exons (MXE), exons 7a and 7b. Here, we report that the molecular mechanism underlying MXE splicing in Ate1 involves five conserved regulatory intronic elements R1–R5, of which R1 and R4 compete for base pairing with R3, while R2 and R5 form an ultra-long-range RNA structure spanning 30 Kb. In minigenes, single and double mutations that disrupt base pairings in R1R3 and R3R4 lead to the loss of MXE splicing, while compensatory triple mutations that restore the RNA structure also revert splicing to that of the wild type. Blocking the competing base pairings by locked nucleic acid (LNA)/DNA mixmers complementary to R3 leads to the loss of MXE splicing, while the disruption of the ultra-long-range R2R5 interaction changes the ratio of mutually exclusive isoforms in the endogenous Ate1 pre-mRNA. The upstream exon 7a becomes more included than the downstream exon 7b in response to RNA Pol II slowdown, however it fails to do so when the ultra-long-range R2R5 interaction is disrupted. In sum, we demonstrated that mutually exclusive splicing in Ate1 is controlled by two independent, dynamically interacting and functionally distinct RNA structure modules. The molecular mechanism proposed here opens new horizons for the development of therapeutic solutions, including antisense correction of splicing.