Abstract Background Obtaining high-quality (HQ) reference genomes from microbial communities is crucial for understanding the phylogeny and function of uncultured microbes in complex microbial ecosystems. Despite the improved bioinformatic approaches to generate curated metagenome-assembled genomes (MAGs), existing metagenomic binners often fail to obtain reliable MAGs, and thus, they are nowhere comparable to genomes sequenced from isolates in terms of strain level resolution. Here, we present a single-cell genome-guided metagenome binning (MetaSAG) to reconstruct the strain-resolved genomes from microbial communities at once. Results MetaSAG employs single-cell amplified genomes (SAGs) generated with microfluidic technology as binning guides to recover improved draft genomes with the metagenomic data. To assess the performance of reconstructing genomes from various microbial communities, we compared MetaSAG with four conventional metagenomic binners using a cell mock community, human gut microbiota, and skin microbiota samples. MetaSAG showed precise contig binning and higher recovery rates (>97%) of rRNA and plasmids compared to conventional binners in genome reconstruction from the cell mock community. In human microbiota samples, MetaSAG recovered the largest number of genomes with a total of 103 gut microbial genomes (21 HQ and 65 showed >90% completeness) and 45 skin microbial genomes (10 HQ and 40 showed >90% completeness), respectively. Conventional binners recovered one Staphylococcus hominis genome, whereas MetaSAG recovered two S. hominis genomes from the identical skin microbiota sample. Single-cell sequencing indicated that these S. hominis genomes clearly derived from two distinct strains harboring specifically different plasmids. We found that all conventional S. hominis MAGs had substantial lack or excess of the genome sequences and contamination of other Staphylococcus bacteria ( S. epidermidis) . Conclusions MetaSAG enabled us to obtain the strain-resolved genomes in the mock community and human microbiota samples by assigning metagenomic sequences correctly and covering both highly conserved genes such as rRNA genes and unique extrachromosomal elements, including plasmids. MetaSAG will provide HQ genomes that are difficult to obtain with metagenomic analyses alone and will facilitate the understanding of microbial ecosystems by elucidating detailed metabolic pathways and horizontal gene transfer networks through microbial genomes. MetaSAG is available at https://github.com/kojiari/metasag .

Abstract Gene expression analysis at the single-cell level by next generation sequencing has revealed the existence of clonal dissemination and microheterogeneity in cancer metastasis. The current spatial analysis technologies can elucidate the heterogeneity of cell–cell interactions in situ . To reveal the regional and expressional heterogeneity in primary tumors and metastases, we performed transcriptomic analysis of microtissues dissected from a triple-negative breast cancer (TNBC) cell line MDA-MB-231 xenograft model with our automated tissue microdissection punching technology. This multiple-microtissue transcriptome analysis revealed three cancer cell-type clusters in the primary tumor and axillary lymph node metastasis, two of which were cancer stem cell (CSC)-like clusters (CD44/MYC-high, HMGA1-high). Reanalysis of public single-cell RNA-seq (scRNA-seq) datasets confirmed that the two CSC-like populations existed both in TNBC xenograft models and TNBC patients. In addition, the gene signature of the HMGA1-high CSC-like cluster has the potential to serve as a novel biomarker for diagnosis. The diversity of these multiple CSC-like populations may cause differential anticancer drug resistance, increasing the difficulty of curing this cancer.

How quiescent cells break dormancy is a key issue in eukaryotic cells including cancer. Fungal spores, for example, remain quiescent for long periods until nourished, although the mechanisms by which dormancy is broken remain enigmatic. Transcriptome analysis could provide a clue, but methods to synchronously germinate large numbers of spores are lacking, and thus it remains a challenge to analyse gene expression upon germination. Hence, we developed methods to assemble transcriptomes from individual, asynchronous spore cells of fission yeast undergoing germination to assess transcriptomic changes over time. The virtual timelapse analyses highlighted one of three copies of histone H3 genes for which transcription fluctuates during the initial stage of germination. Disruption of this temporal fluctuation caused defects in spore germination despite no visible defects in other stages of the life cycle. We conclude that modulation of histone H3 expression is a crucial 'wake-up' trigger at dormancy breaking.

Abstract Bacterial genome structure changes dynamically, and structural variants can change bacterial phenotype; However, obtaining the complete genome and analyzing genome structure of uncultured bacteria has been challenging. We aimed to develop a single-cell amplified genome long-read assembly (scALA) workflow to construct circular single-cell amplified genomes (cSAGs) from long-read single-cell sequencing data of targeted uncultured bacteria. In particular, scALA generated cSAGs from nanopore long-read sequencing data of SAGs by producing contiguous sequences with repeated bias reduction and assembly processes. From 12 human fecal samples, scALA generated 16 cSAGs of three specifically targeted bacterial species, Anaerostipes hadrus, Agathobacter rectalis , and Ruminococcus gnavus. A. hadrus cSAGs exhibited large, ten kbp-long, phage insertions, saccharide metabolic capacity, and frequent genomic recombination with related strains from cohabitant hosts. Noteworthy, cSAGs constructed using this method could expand bacterial genome databases and our understanding of within-species diversities in uncultured bacteria.