ABSTRACT CRISPR gene editing holds great promise to modify somatic genomes to ameliorate disease. In silico prediction of homologous sites coupled with biochemical evaluation of possible genomic off-targets may predict genotoxicity risk of individual gene editing reagents. However, standard computational and biochemical methods focus on reference genomes and do not consider the impact of genetic diversity on off-target potential. Here we developed a web application called CRISPRme that explicitly and efficiently integrates human genetic variant datasets with orthogonal genomic annotations to nominate and prioritize off-target sites at scale. The method considers both single-nucleotide variants (SNVs) and indels, accounts for bona fide haplotypes, accepts spacer:protospacer mismatches and bulges, and is suitable for personal genome analyses. We tested the tool with a guide RNA (gRNA) targeting the BCL11A erythroid enhancer that has shown therapeutic promise in clinical trials for sickle cell disease (SCD) and β-thalassemia 1 . We find that the top candidate off-target site is produced by a non-reference allele common in African-ancestry populations (rs114518452, minor allele frequency (MAF)=4.5%) that introduces a protospacer adjacent motif (PAM) for SpCas9. We validate that SpCas9 generates indels (∼9.6% frequency) and chr2 pericentric inversions in a strictly allele-specific manner in edited CD34+ hematopoietic stem/progenitor cells (HSPCs), although a high-fidelity Cas9 variant mitigates this off-target. The CRISPRme tool highlights alternative allele-specific off-target editing as a prevalent risk of gRNAs considered for therapeutic gene editing. Our report illustrates how population and private genetic variants should be considered as modifiers of genome editing outcomes. We suggest that variant-aware off-target assessment should be considered in therapeutic genome editing efforts going forward and provide a powerful approach for comprehensive off-target nomination.

Gene editing the BCL11A erythroid enhancer is a validated approach to fetal hemoglobin (HbF) induction for β-hemoglobinopathy therapy, though heterogeneity in edit allele distribution and HbF response may impact its safety and efficacy. Here we compared combined CRISPR-Cas9 endonuclease editing of the BCL11A +58 and +55 enhancers with leading gene modification approaches under clinical investigation. We found that combined targeting of the BCL11A +58 and +55 enhancers with 3xNLS-SpCas9 and two sgRNAs resulted in superior HbF induction, including in engrafting erythroid cells from sickle cell disease (SCD) patient xenografts, attributable to simultaneous disruption of core half E-box/GATA motifs at both enhancers. We corroborated prior observations that double strand breaks (DSBs) could produce unintended on- target outcomes in hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) such as long deletions and centromere-distal chromosome fragment loss. We show these unintended outcomes are a byproduct of cellular proliferation stimulated by ex vivo culture. Editing HSPCs without cytokine culture bypassed long deletion and micronuclei formation while preserving efficient on-target editing and engraftment function. These results indicate that nuclease editing of quiescent hematopoietic stem cells (HSCs) limits DSB genotoxicity while maintaining therapeutic potency and encourages efforts for in vivo delivery of nucleases to HSCs.

Genome editing with RNA-guided DNA binding factors carries risk of off-target editing at homologous sequences. Genetic variants may introduce sequence changes that increase homology to a genome editing target, thereby increasing risk of off-target editing. Conventional methods to verify candidate off-targets rely on access to cells with genomic DNA carrying these sequences. However, for candidate off-targets associated with genetic variants, appropriate cells for experimental verification may not be available. Here we develop a method, Assessment By Stand-in Off-target LentiViral Ensemble with sequencing (ABSOLVE-seq), to integrate a set of candidate off-target sequences along with unique molecular identifiers (UMIs) in genomes of primary cells followed by clinically relevant gene editor delivery. Gene editing of dozens of candidate off-target sequences may be evaluated in a single experiment with high sensitivity, precision, and power. We provide an open-source pipeline to analyze sequencing data. This approach enables experimental assessment of the influence of human genetic diversity on specificity evaluation during gene editing therapy development.

Abstract In the MAPK pathway, an oncogenic V600E mutation in B-Raf kinase causes the enzyme to be constitutively active, leading to aberrantly high phosphorylation levels of its downstream effectors, MEK and ERK kinases. The V600E mutation in B-Raf accounts for more than half of all melanomas and ∼3% of all cancers and many drugs target the ATP-binding site of the enzyme for its inhibition. Since B-Raf can develop resistance against these drugs and such drugs can induce paradoxical activation, drugs that target allosteric sites are needed. To identify other potential drug targets, we generated and kinetically characterized an active form of B-Raf V600E expressed using a bacterial expression system. In doing so, we identified an alpha helix on B-Raf, found at the B-Raf-MEK interface, that is critical for their interaction and the oncogenic activity of B-Raf V600E . We performed binding experiments between B-Raf mutants and MEK using pull downs and biolayer interferometry, and assessed phosphorylation levels of MEK in vitro and in cells as well as its downstream target ERK to show that mutating certain residues on this alpha helix is detrimental to binding and downstream activity. Our results suggest that this B-Raf alpha helix binding site on MEK could be a site to target for drug development to treat B-Raf V600E -induced melanomas.